Vyhláška č. 180/2002 Sb.Vyhláška Ministerstva zdravotnictví, kterou se mění vyhláška Ministerstva zdravotnictví č. 1/1998 Sb., kterou se stanoví požadavky na jakost, postup při přípravě, zkoušení, uchovávání a dávkování léčiv (Český lékopis 1997), ve znění pozdějších předpisů

180

VYHLÁŠKA

Ministerstva zdravotnictví

ze dne 22. dubna 2002,

kterou se mění vyhláška Ministerstva zdravotnictví č. 1/1998 Sb., kterou se stanoví požadavky na jakost, postup při přípravě, zkoušení, uchovávání a dávkování léčiv (Český lékopis 1997), ve znění pozdějších předpisů

Ministerstvo zdravotnictví po projednání s Ministerstvem zemědělství a Ministerstvem průmyslu a obchodu stanoví podle § 75 odst. 4 zákona č. 79/1997 Sb., o léčivech a o změnách a doplnění některých souvisejících zákonů, ve znění zákona č. 149/2000 Sb.:

Čl. I

Vyhláška č. 1/1998 Sb., kterou se stanoví požadavky na jakost, postup při přípravě, zkoušení, uchovávání a dávkování léčiv (Český lékopis1997), ve znění vyhlášky č. 296/1999 Sb. a vyhlášky č. 48/2001 Sb., se mění takto:

1. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.1 Přístroje a jiné pomůcky ke zkoušení, kapitola 2.1.5 a kapitola 2.1.6 znějí:

„2.1.5 Zkumavky pro porovnávací zkoušky 

Zkumavky pro porovnávací zkoušky jsou zkumavky z bezbarvého skla s jednotným vnitřním průměrem, jejichž dno je ploché a průhledné.

Sloupec kapaliny se pozoruje v rozptýleném světle shora ve směru podélné osy zkumavky proti bílému nebo v případě potřeby černému pozadí.

Předpokládá se použití zkumavek s vnitřním průměrem 16 mm. Mohou být použity i zkumavky s větším vnitřním průměrem za předpokladu, že objem zkoušené kapaliny se zvětší tak, aby výška sloupce ve zkumavce nebyla menší než výška sloupce předepsaného objemu ve zkumavce s vnitřním průměrem 16 mm.

2.1.6 Detekční trubičky pro plyny

Detekční trubičky pro plyny jsou zatavené trubičky vyrobené z průhledného inertního materiálu, které umožňují po odlomení zátavů průchod plynu. Obsahují zkoumadla adsorbovaná na inertních nosičích, která jsou vhodná k vizuální detekci sledované látky. Je-li to nutné, mohou obsahovat také předřazené chemické filtry k odstranění látek, které ruší detekci sledované látky. Detekční trubička pro plyny obsahuje buď jedno zkoumadlo pro detekci dané látky, nebo více zkoumadel pro detekci několika různých látek (jednovrstvá nebo vícevrstvá trubička).

Zkouška se provádí průchodem předepsaného objemu zkoušeného plynu detekční trubičkou. Délka zbarvené vrstvy nebo intenzita barevné změny indikuje na dělené stupnici přítomnost sledovaných látek a udává jejich přibližný obsah v plynu.

Kalibrace detekčních trubiček se ověřuje podle instrukcí výrobce.

Pracovní podmínky. Zkouška se provádí podle instrukcí výrobce nebo podle následujícího postupu.

Zdroj plynu se připojí k vhodnému regulátoru tlaku a jehlovému ventilu. Ohebná hadička zakončená dílem Y se připojí k jehlovému ventilu a průtok zkoušeného plynu se seřídí tak, aby procházel hadičkou vhodnou rychlostí, viz obrázek 2.1.6-1. Připraví se detekční trubička a připojí se k měřicí pumpičce podle instrukcí výrobce. Volný konec detekční trubičky se krátkou hadičkou připojí k druhému konci dílu Y. Pumpičkou se provede potřebný počet nasátí plynu tak, aby detekční trubičkou prošel vhodný objem zkoušeného plynu. Odečte se hodnota udaná délkou zabarvené vrstvy nebo intenzitou zabarvení na dělené stupnici. V případě negativního výsledku mohou být detekční trubičky ověřeny pomocí kalibračního plynu, který obsahuje sledovanou látku. Vzhledem k široké škále používaných kompresorových olejů je nezbytné ověřit reaktivitu detekční trubičky pro použitý olej. Informace o reaktivitě různých olejů jsou popsány v letáku dodávaném současně s trubičkou. Pokud není použitý olej v letáku uveden, výrobce trubiček musí ověřit reaktivitu trubičky a, je-li to nutné, určí trubičku specifickou pro tento olej.

Trubička pro detekci oxidu uhličitého. Je skleněná zatavená trubička obsahující adsorpční filtry a vhodné nosiče pro hydrazin a violeť krystalovou jako detekční zkoumadla. Nejmenší zjistitelná hodnota je 100 ml/m³ s relativní směrodatnou odchylkou nejvýše ±15 %.

Trubička pro detekci oxidu siřičitého. Je skleněná zatavená trubička obsahující adsorpční filtry a vhodné nosiče pro jod a škrob jako detekční zkoumadla. Nejmenší zjistitelná hodnota je 0,5 ml/m³ s relativní směrodatnou odchylkou nejvýše ±15 %.

Trubička pro detekci oleje. Je skleněná zatavená trubička obsahující adsorpční filtry a vhodné nosiče pro kyselinu sírovou jako detekční zkoumadlo. Nejmenší zjistitelná hodnota je 0,1 mg/m³ s relativní směrodatnou odchylkou nejvýše ±30 %.

Trubička pro detekci oxidu dusnatého a oxidu dusičitého. Je skleněná zatavená trubička obsahující adsorpční filtry a vhodné nosiče pro oxidační vrstvu (sůl šestimocného chrómu) a pro difenylbenzidin jako detekční zkoumadla. Nejmenší zjistitelná hodnota je 0,5 ml/m³ s relativní směrodatnou odchylkou nejvýše ±15 %.

Trubička pro detekci oxidu uhelnatého. Je skleněná zatavená trubička obsahující adsorpční filtry a vhodné nosiče pro oxid jodičný, oxid seleničitý a kyselinu sírovou jako detekční zkoumadla. Nejmenší zjistitelná hodnota je 5 ml/m³ (popř. méně) s relativní směrodatnou odchylkou nejvýše ±15 %.

Trubička pro detekci sirovodíku. Je skleněná zatavená trubička obsahující adsorpční filtry a vhodné nosiče pro olovnatou sůl jako detekční zkoumadlo. Nejmenší zjistitelná hodnota je 1 ml/m³ (popř. méně) s relativní směrodatnou odchylkou nejvýše ±10 %.

Trubička pro detekci vodních par. Je skleněná zatavená trubička obsahující adsorpční filtry a vhodné nosiče pro chloristan hořečnatý jako detekční zkoumadlo. Nejmenší zjistitelná hodnota je 67 ml/m³ (popř. méně) s relativní směrodatnou odchylkou nejvýše ±20 %.

Obr. 2.1.6-1 Schéma detekční trubičky pro plyny

1. zdroj plynu,

2. regulátor tlaku,

3. jehlový ventil,

4. spojovací díl Y,

5. detekční trubička,

6. pumpička pro prosávání plynu trubičkou,

7. výstup do atmosféry.“.

2. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.2 Fyzikální a fyzikálně-chemické metody, kapitola 2.2.4 zní:

„2.2.4 Vztah mezi reakcí roztoku, přibližnými hodnotami pH a zbarvením 2001 některých indikátorů

K 10 ml zkoušeného roztoku se přidá 0,1 ml indikátoru, pokud není předepsáno v tabulce 2.2.4-1 jinak.

Tab. 2.2.4-1

3. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.2 Fyzikální a fyzikálně-chemické metody, kapitola 2.2.27 až kapitola 2.2.30 znějí:

„2.2.27 Tenkovrstvá chromatografie

Tenkovrstvá chromatografie je separační metoda, u které stacionární fázi tvoří vhodný materiál nanesený v rovnoměrné tenké vrstvě na skleněný, kovový nebo plastový podklad (desku). Roztoky stanovovaných látek se na vrstvu nanášejí před vyvíjením. Dělení (separace) je založeno na adsorpci, rozdělení, iontové výměně nebo na kombinaci těchto mechanismů a dochází k němu migrací (vyvíjením) rozpuštěných látek v rozpouštědle nebo vhodné směsi rozpouštědel (mobilní fáze) tenkou vrstvou (stacionární fáze)

Zařízení

Desky. Chromatografie se provádí za použiti desek předem potažených vrstvou, popsaných ve stati Zkoumadla (4.1.1).

Předběžná úprava vrstev. Před dělením mohou být vrstvy, je-li třeba, promyty, např. může být provedeno vyvíjení vhodným rozpouštědlem. Vrstvy mohou být rovněž impregnovány vyvíjením, ponořením nebo postřikem. Je-li nutné, vrstvy je možno před použitím aktivovat zahříváním v sušárně při 100 °C až 105 °C po dobu 1 h

Chromatografícká komora s plochým nebo dvojžlábkovým dnem z inertního průhledného materiálu vhodné velikosti pro použité desky, opatřena dobře těsnicím víkem. Komora pro horizontální vyvíjení je opatřena žlábkem pro mobilní fázi a přídavným zařízením umožňujícím přímý kontakt mobilní fáze a stacionární fáze

Mikropipety, mikrostříkačky (injekční), kalibrované kapiláry pro jedno použiti nebojme nanášecí zařízení, které je vhodné pro správné nanášení roztoků

Fluorescenční detekční zařízení pro přímé hodnocení fluorescence nebo zhašení fluorescence

Detekční činidla pro detekci oddělených skvrn postřikem, vystavením vlivu par nebo ponořením

Pracovní postup

Vertikální vyvíjení. Stěny chromatografické komory se vyloží filtračním papírem. Do chromatografické komory se nalije podle její velikosti takové množství mobilní fáze, aby po impregnaci filtračního papíru byla vrstva ponořena do vhodné hloubky, vzhledem k rozměrům použité desky. Pro nasycení se komora uzavře víkem a nechá se stát 1 h při 20 °C až 25 °C. Není-li předepsáno jinak, chromatografické dělení se provádí v nasycené komoře

Nanese se předepsaný objem roztoků po dostatečně malých dávkách ve formě proužků nebo kruhových skvrn ve vhodné vzdálenosti od spodního okraje a bočních okrajů desky. Roztoky se nanášejí na start rovnoběžně se spodním okrajem desky tak, aby vzdálenost mezi skvrnami byla nejméně 10 mm

Po odpaření rozpouštědla z nanesených roztoků se deska s vrstvou vloží do chromatografické komory tak, aby byla v co nejvíce vertikální poloze a skvrny nebo proužky byly nad hladinou mobilní fáze. Komora se uzavře, udržuje se při teplotě 20 °C až 25 °C a chrání se před slunečním světlem. Deska s vrstvou se vyjme, když mobilní fáze dosáhne předepsané vzdálenosti, vysuší se a deteguje se předepsaným způsobem

Pro dvojrozměrnou chromatografii se vrstva po prvním vyvíjení vysuší a provede se druhé vyvíjení ve směru kolmém na směr prvního vyvíjení

Horizontální vyvíjení. Nanese se předepsaný objem roztoků po dostatečně malých dávkách tak, aby vznikly kruhové skvrny o průměru 1 mm až 2 mm nebo proužky 5 mm až 10 mm krát 1 mm až 2 mm ve vhodné vzdálenosti od spodního okraje a bočních okrajů desky. Roztoky se nanášejí na start rovnoběžně se spodním okrajem desky tak, aby vzdálenost mezi skvrnami byla nejméně 5 mm. Po odpaření rozpouštědla z nanesených roztoků se pomoci injekční stříkačky nebo pipety vnese do žlábku vyvíjecí komory vhodné množství mobilní fáze, deska s vrstvou se do chromatografické komory umístí horizontálně a spojí se s mobilní fází zařízením podle pokynů výrobce. Je-li předepsáno, vyvíjení se započne současně z obou stran. Komora se uzavře a udržuje se při teplotě 20 °C až 25 °C. Deska s vrstvou se vyjme, když mobilní fáze dosáhne vzdálenosti předepsané v článku, vysuší se a chromatogramy se detegují předepsaným způsobem

Pro dvojrozměrnou chromatografii se vrstva po prvním vyvíjení vysuší a provede se druhé vyvíjení ve směru kolmém na směr prvního vyvíjení

Vizuální hodnocení

Zkouška totožnosti. Hlavní skvrna na chromatogramu zkoušeného roztoku se vizuálně porovnává s odpovídající skvrnou na chromatogramu porovnávacího roztoku porovnáním zbarvení, velikosti a retenčního faktoru (R_F) obou skvrn. Retenční faktor (R_F) je definován jako poměr vzdálenosti středu skvrny ke vzdálenosti čela mobilní fáze, měřeno od místa nanášení

Ověření separační schopnosti pro zkoušky totožnosti. Obvykle je dostačující provedení testu způsobilosti popsaného ve stati Zkoumadla (411). Pouze ve zvláštních případech může být v článku předepsáno další kriterium pro test způsobilosti.

Zkouška na příbuzné látky. Vedlejší skvrna (skvrny) na chromatogramu zkoušeného roztoku se vizuálně porovnává (porovnávají) s odpovídající(mi) skvrnou (skvrnami) na chromatogramu porovnávacího roztoku obsahujícího nečistotu (nečistoty) nebo se skvrnou na chromatogramu porovnávacího roztoku připraveného ředěním zkoušeného roztoku.

Ověření separační schopnosti. Požadavky na ověření separační schopnosti jsou uvedeny v příslušném článku

Ověření detekční schopnosti. Detekční schopnost je dostatečná je-li skvrna (nebo proužek) na chromatogramu nejzredenějšího porovnávacího roztoku zřetelně viditelná

Kvantitativní stanovení

Požadavky na rozlišení a dělení jsou uvedeny v jednotlivých článcích

Látky oddělené tenkovrstvou chromatografii a detegovatelné v ultrafialové nebo viditelné oblasti spektra mohou být stanoveny přímo na desce s vrstvou za použiti vhodného přístrojového vybavení. Deska s vrstvou se hodnotí měřením reflektance nebo transmitance dopadajícího světla, přičemž se pohybuje buď deska, nebo měřící zařízení. Podobně za použití vhodného optického systému může být měřena fluorescence. Látky obsahující radionuklidy mohou býyt kvantifikovány třemi způsoby buď přímým měřením radioaktivity podél celého chromatogramu (viz Radiofarmaca) nebo po rozstřihaní desky na proužky měřením radioaktivity každého jednotlivého proužku za použiti vhodného detektoru a/nebo po seškrabaní stacionární fáze a rozpuštění ve vhodné scintilační kapalině měřením její radioaktivity za použiti kapalinového scintilačního detektoru

Zařízení. Přístrojové vybavení pro přímé měření na desce s vrstvou se skládá

ze zařízení pro přesné umístění a reprodukovatelné dávkování množství látek na vrstvu

z mechanického zařízení pro pohyb desky nebo měřícího zařízení ve směru osy x nebo osy y

ze zapisovače a vhodného integrátoru nebo počítače,

pro látky detegovatelné v ultrafialové nebo viditelné oblasti spektra pro měření reflektance nebo transmitance foto metr se zdrojem světla, optické zařízení schopné generovat monochromatické světlo a foto elektrický článek odpovídající citlivosti, pro měření fluorescence kromě toho monochromatický filtr pro vyčlenění určité spektrální oblasti emitovaného záření,

pro látky obsahující radionuklidy vhodné zařízení pro měření radioaktivity, u kterého je ověřená oblast linearity

Postup. Předepsaným způsobem se připraví zkoušený roztok a, je-li třeba, připraví se i porovnávací roztoky stanovované látky ve stejném rozpouštědle jako zkoušený roztok. Nanesou se stejné objemy všech připravených roztoků a chromatogram se vyvíjí

Látky detegovatelné v ultrafialové a viditelné oblasti spektra. Připraví se a nanesou se nejméně tři porovnávací roztoky v nichž jsou koncentrace zkoušené látky v rozpětí jejího očekávaného obsahu ve zkoušeném roztoku (asi 80 % 100 % a 120 %). Po skončeném vyvíjení se postříká, je-li třeba, předepsaným činidlem a zaznamená se reflektance, transmitance nebo fluorescence chromatogramů zkoušeného roztoku a porovnávacích roztoků. Naměřené hodnoty se použijí pro výpočet množství látky ve zkoušeném roztoku

Látky obsahující radionuklidy. Připraví se a nanese se zkoušený roztok, jehož koncentrace je asi 100 % očekávané hodnoty. Radioaktivita se stanoví jako funkce délky dráhy a radioaktivity každého výsledného piku a vyjádří se jako procento z celkového množství radioaktivity

Kritéria pro posouzení způsobilosti systému jsou popsaná ve stati Chromatografické separační metody (2.2.46). Rozsah, ve kterém se mohou pohybovat jednotlivé parametry chromatografického systému tak, aby byla splněna kritéria způsobilosti systému je rovněž uveden v této stati

2.2.28 Plynová chromatografie

Plynová chromatografie (GC) je separační metoda založena na rozdílu v distribuci látek mezi dvě nemísitelné fáze, mobilní fázi je nosný plyn, pohybující se skrz nebo podél stacionární fáze, která je umístěna v koloně. Je použitelná na látky nebo jejich deriváty, které lze převést do plynné fáze za použitých teplot

Plynová chromatografie je založená na mechanismu adsorpce, rozdělovaní nebo vylučovaní

Přístroj

Přístroj se skládá z dávkovacího zařízení, chromatografické kolony umístěné v termostatu, detektoru a systému na zpracování dat (nebo integrátoru, popřípadě zapisovače). Nosný plyn protéká kolonou kontrolovanou rychlosti nebo při kontrolovaném tlaku do detektoru

Stanovení se provádí buď při konstantní teplotě, nebo podle daného teplotního programu

Dávkovací zařízení

Přímé nástřiky roztoků jsou obvyklým způsobem dávkování, pokud není v článku uvedeno jinak. Nástřik může být prováděn buď přímo na začátek kolony za použití stříkačky nebo dávkovací smyčky, nebo do vstřikovací komůrky, která může být opatřena děličem toku

Nástřiky plynné fáze mohou být prováděny pomocí statických nebo dynamických head space dávkovacích systémů

Dynamické head space dávkovací systémy pro adsorpci a desorpci obsahuji probublavací zařízení, pomocí kterého jsou těkavé látky uvolňovány z roztoku a vyplavovány do adsorpční kolonky udržované na nízké teplotě. Zadržené látky jsou pak desorbovány do mobilní fáze rychlým ohřátím adsorpční kolonky

Statické head space dávkovací systémy obsahují termostatovanou komůrku, do které se vkládají uzavřené nádobky, obsahující pevné nebo kapalné vzorky na předem stanovenou dobu, potřebnou k ustavení rovnováhy těkavých složek vzorku mezi pevnou nebo kapalnou fázi a plynnou fázi. Po dosažení této rovnováhy je předem určené množství plynné fáze z lahvičky dávkováno do plynového chromatografu

Stacionární fáze

Stacionární fáze jsou umístěny v kolonách, které mohou být

křemenné kapilární kolony, na jejichž stěnách jsou naneseny stacionární fáze,

kolony naplněné inertními částicemi impregnovanými stacionární fázi,

kolony naplněné pevnou stacionární fázi

Kapilární kolony mají vnitřní průměr 0,1 mm až 0,53 mm a délku 5 m až 60 m. Kapalná stacionární fáze, která může být chemicky vázána na vnitřní povrch kolony tvoří film 0,1 μm až 5,0 μm silný

Náplňové kolony vyrobené ze skla nebo z kovu jsou obvykle 1 m až 3 m dlouhé s vnitřním průměrem 2 mm až 4 mm. Stacionární fáze jsou nejčastěji porézní polymery nebo tuhé nosiče impregnované kapalnou fázi

Nosiče pro analýzu polárních látek v kolonách se stacionárními fázemi nízké polarity a s nízkým pokrytím musí být inertní, aby se předešlo chvostování piků. Reaktivita materiálů, z nichž je vyroben nosič, může být snížena silanizaci, která předchází jejich pokrytí kapalnou fázi. Často se používají kysele prané žárově kalcinované diatomitové křemelny. Nosiče mají různou velikost částic. Nejběžněji používané jsou částice v rozmezí velikosti 150 μm až 180 μm a 125 μm až 150 μm

Mobilní fáze

Retenční čas dané složky a účinnost kolony závisejí na průtokové rychlosti nosného plynu, retenční čas je přímo úměrný délce kolony a rozlišení je úměrné druhé odmocnině délky kolony. Pro náplňové kolony se obvykle průtoková rychlost nosného plynu vyjadřuje v mililitrech za minutu při atmosférickém tlaku a pokojové teplotě a měří se na výstupu z detektoru, buď kalibrovaným mechanickým zařízením, nebo bublinkovým průtokoměrem, zatímco kolona je termostatována na pracovní teplotu. Lineární průtoková rychlost nosného plynu náplňovou kolonou je nepřímo úměrná druhé odmocnině z vnitřního průměru kolony při dané objemové průtokové rychlosti. Průtokové rychlosti 60 ml/min v koloně o vnitřním průměru 4 mm a 15 ml/min v koloně o vnitřním průměru 2 mm dávají stejné lineární rychlosti a tudíž podobné retenční časy

Nejčastěji používanými nosnými plyny pro náplňové kolony jsou helium nebo dusík, zatímco pro kapilární kolony dusík, helium a vodík

Detektory

Obvykle se používají plamenoionizační detektory, ale podle účelu analýzy mohou být použity i další detektory elektronového záchytu dusíko-fosforovy, hmotnostní spektrometr, tepelně vodivostní, spektrofotometr v infračervené oblasti s Founerovou transformaci a jiné

Pracovní postup

Kolona, dávkovací zařízení a detektor se stabilizuji při teplotách a průtocích plynů předepsaných v lékopisných článcích, pokud není dosaženo stabilní nulové linie. Připraví se roztok(y) zkoušené látky a porovnávací roztok(y),jak je předepsáno. Roztoky musí být prosty pevných částic

Kriteriá pro posouzení vhodnosti systému jsou popsaná ve stati Chromatografické separační metody (2.2.46). V této stati je rovněž uveden rozsah, v jakém mohou být nastaveny parametry chromatografického systému, aby byly splněny požadavky testu způsobilosti

Statická head-space plynová chromatografie

Head-space plynová chromatografie je metoda zvláště vhodná pro dělení a stanovení těkavých látek přítomných v pevných nebo kapalných vzorcích. Tato metoda je založená na analýze plynné fáze, která je v rovnováze s pevnou nebo kapalnou fázi

Přístroj

Přistroj se skládá z plynového chromatografu opatřeného zařízením pro zavadění zkoušeného vzorku, které může být připojeno k modulu jenž automaticky ovládá tlak a teplotu. Je-li to nutné, může být připojeno zařízení pro eliminaci rozpouštědel

Analyzovaný vzorek se vpraví do lahvičky opatřené vhodným uzávěrem a systémem ventilů umožňujícím průchod nosného plynu. Lahvička se umístí do termostatované nádobky vyhřívané na vhodnou teplotu podle povahy zkoušeného vzorku

Vzorek se zahřívá na tuto teplotu dostatečně dlouho, aby se ustavila rovnováha mezi pevnou nebo kapalnou fázi a plynnou fázi

Nosný plyn se zavadí do nádobky a po předepsaném čase se otevře vhodný ventil, takže plyn expanduje a unáší zplyněné látky do chromatografické kolony

Místo chromatografu speciálně vybaveného pro zavadění vzorků je též možné použít plynotěsnou stříkačku a běžný chromatograf. Ustavení rovnováhy pak probíhá v oddělené komůrce a plynná fáze se dávkuje do kolony při zajištění podmínek zaručujících, že nedojde k porušení rovnováhy

Pracovní postup

Použitím porovnávacích vzorků se určí vhodné instrumentální podmínky k dosažení vhodné odezvy

Přímá kalibrace

Do stejných lahviček se umístí odděleně zkoušený vzorek a všechny porovnávací vzorky, jak je předepsáno v lékopisném článku, přičemž se zabrání kontaktu mezi dávkovacím zařízením a vzorky

Lahvičky se hermeticky uzavřou a vloží do termostatovaného prostoru udržovaného na teplotě a tlaku předepsaných v článku, po ustavení rovnováhy se provede chromatografícká analýza za předepsaných podmínek

Standardní přídavek

Do sady stejných vhodných lahviček se umístí stejné objemy zkoušeného vzorku. Do všech lahviček, kromě jedné, se přidají vhodná množství porovnávacích vzorků, které obsahují známé koncentrace stanovované látky, takže vznikne řada vzorků obsahujících postupně vzrůstající koncentrace stanovované látky

Lahvičky se hermeticky uzavřou a vloží se do termostatovaného prostoru udržovaného na teplotě a tlaku předepsaných v lékopisném článku. Po ustavení rovnováhy se provede chromatografícká analýza za předepsaných podmínek

Metodou nejmenších čtverců se vypočítá lineární rovnice přímky a z ní se určí koncentrace stanovované látky ve zkoušeném vzorku

Alternativně se vynesou do grafu střední hodnoty naměřených dat proti přidaným množstvím stanovované látky. Extrapoluje se přímka spojující body na grafu, až protne osu koncentraci. Vzdálenost mezi tímto bodem a průsečíkem os představuje koncentraci stanovované látky ve zkoušeném vzorku

Postupný odběr (opakovaná head-space extrakce)

V případe, že je požadovaná metoda postupného odběru, je podrobně popsaná v lékopisném článku

2.2.29 Kapalinová chromatografie

Kapalinová chromatografie (LC) je separátní metoda založená na rozdílu v distribuci látek mezi dvě nemísitelné fáze, z nichž mobilní fázi je kapalina, která prostupuje stacionární fázi naplněnou do kolony

LC je založená zejména na mechanismu adsorpce, rozdělování, výměny iontů, vylučování nebo stereochemických interakcích

Přístroj

Přistroj se skládá z čerpacího systému, dávkovacího zařízení, chromatografické kolony (může být použít i regulátor teploty kolony), detektoru a zařízení na zpracování dat (nebo integrátoru či zapisovače). Mobilní fáze je do systému přiváděna z jednoho nebo více zásobníků a protéká obvykle konstantní rychlosti kolonou a pote detektorem

Čerpací systémy

LC čerpací systémy jsou potřebné pro přivádění mobilní fáze konstantní průtokovou rychlosti. Kolísání tlaku má být co nejmenší, čehož se dosahuje např. průchodem tlakovaného rozpouštědla zařízením na tlumení pulzů. Hadičky a všechny spoje musí být schopny odolat tlaku vyvinutému čerpacím systémem. LC čerpací systémy mohou být vybaveny zařízením pro odstranění uvolněných bublin vzduchu

Systémy ovládané mikroprocesory jsou schopny přesně přivádět mobilní fázi buď s konstantním složením (izokratická eluce), nebo se složením, které se mění podle předem daného programu (gradientova eluce). V případě gradienta ve eluce se používají čerpací systémy, které dodávají rozpouštědlo či rozpouštědla z více zásobníků a míšení rozpouštědel se dosahuje buď před natlakováním, nebo v tlakované části čerpadla nebo čerpadel

Dávkovací zařízení

Roztok vzorku se dávkuje do protékající mobilní fáze na horní konec kolony nebo blízko něj pomocí dávkovacího zařízení, které je schopno pracovat při vysokém tlaku. Používají se zařízení s dávkovací smyčkou o konstantním nebo proměnném objemu pro ruční nebo automatické dávkovače. Ruční dávkování s částečně naplněnou smyčkou může způsobit horší přesnost nastřikovaného objemu

Stacionární fáze

V LC se používá mnoho typů stacionárních fázi, jako jsou

silikagel oxid hlinitý nebo porézní grafit používané v chromatografii s normálními fázemi, kde je separace založená na rozdílech v adsorpci a/nebo rozdělování,

pryskyřice nebo polymery s kyselými nebo zásaditými skupinami používané v iontoměničové chromatografii, kde je separace založená na konkurenci iontů, které mají být odděleny, a iontů, které jsou obsaženy v mobilní fázi, porézní silikagel nebo polymery používané ve vylučovací chromatografii, kde separace je založená na rozdílech v objemech molekul

různé druhy chemicky modifikovaných nosičů připravených z polymerů silikagelu nebo porézního grafitu používané v chromatografii s obrácenými fázemi, kde je separace založená hlavně na rozdělování molekul mezi mobilní a stacionární fázi

speciální chemicky modifikované stacionární fáze, např. deriváty celulosy nebo amylosy, bílkoviny nebo peptidy cyklodextriny atd. používané pro separaci enantiomerů (chirální chromatografie)

Většina separaci je založená na mechanismu rozdělování a využívá chemicky modifikovaný silikagel jako stacionární fázi a polární rozpouštědlo jako mobilní fázi. Povrch nosiče, např. silanolové skupiny silikagelu, se upravuje reakci s různými silanizačními činidly za vzniku kovalentně vázaných silylových derivátů, které pokrývají proměnlivé množství aktivních míst na nosiči. Povaha vázáné fáze je důležitým parametrem pro stanovení separačních vlastností chromatografického systému

Běžně užívané vázáné fáze jsou uvedeny níže

Pokud není výrobcem uvedeno jinak, předpokládá se, že kolony pro chromatografíi s obracenými fázemi s náplní na bázi silikagelu jsou stabilní v mobilních fázích o zdánlivém pH 2,0 až 8 0. Kolony plněné porézním grafitem nebo částicemi polymérních materiálů jako je styrendivinylbenzen, kopolymer, jsou stabilní v širším rozsahu pH

V některých případech je vhodná chromatografie s normálními fázemi, která využívá jako stacionární fázi nemodifikovaný silikagel, porézní grafit nebo polárními skupinami chemicky modifikovaný silikagel např. se skupinami kyanpropylovými nebo diolovým v kombinaci s nepolární mobilní fázi

Pro analytické separace se běžně používají stacionární fáze, které mají velikost častíc 3 μm až 10 μm. Částice mohou mít sféricky nebo nepravidelný tvar, různou porozitu a specifický povrch. Tyto parametry přispívají k chromatografickému chování jednotlivých stacionárních fázi. V případě obrácených fázi jsou doplňujícími charakteristikami stacionární fáze její druh, stupeň navázání vyjádřeny např. jako obsah vázaného uhlíku, údaj o případném odstranění povrchových silanolových skupin. Jestliže stacionární fáze obsahuje zbytkové povrchové silanolové skupiny, mohou analyzované látky, zejména bazické, vykazovat chvostování piků

V analytické chromatografii se používají kolony vyrobené z nerezové oceli, pokud není v článku uvedeno jinak. Mají různé délky a vnitřní průměry. Kolony s vnitřním průměrem menším než 2 mm jsou často označovány jako mikrokolony. Během analýzy musí být udržována konstantní teplota mobilní fáze a kolony. Většina separací se provádí při pokojové teplotě, ale kolony mohou být také zahřívány na vyšší teplotu pro dosažení vyšší účinnosti. Doporučuje se, aby kolony nebyly zahřívány na teplotu vyšší než 60 °C vzhledem k nebezpečí degradace stacionární fáze nebo změn ve složení mobilní fáze

Mobilní fáze

V chromatografii s normálními fázemi se používají méně polární mobilní fáze. Aby se dosáhlo reprodukovatelných výsledků, je nutné přísně kontrolovat přítomnost vody v mobilní fázi. V chromatografii s obracenými fázemi se používají vodné mobilní fáze jak s organickým rozpouštědlem, tak bez něj

Složky mobilní fáze se obvykle filtrují, aby z nich byly odstraněny částice větší než 0,45 μm. Vícesložkové mobilní fáze se připravují odměřením požadovaných objemů (pokud nejsou předepsány hmotnosti) jednotlivých složek a jejich smícháním. Jinou možností je přivádět rozpouštědla pomocí jednotlivých čerpadel ovládaných ventily, které umožňují míchaní složek v požadovaném poměru. Rozpouštědla jsou před čerpáním do systému obyčejně odplyňována probubláváním heliem v ultrazvukové lázni nebo se používají membránová či vakuová zařízení zařazena přímo do systému, která zabraňují tvorbě bublin v detektoru

Rozpouštědla pro přípravu mobilní fáze obyčejně neobsahují stabilizátory a jsou propustná pro vlnovou délku používanou při detekci v ultrafialové oblasti spektra. Používaná rozpouštědla a jiné složky mobilní fáze mají mít vhodnou kvalitu. Pokud je nutné nastavení pH, provádí se pouze s vodnou části mobilní fáze, nikoli s celou směsi. Jestliže se používají tlumivé roztoky, systém se po dokončení chromatografických analýz patřičně promyje směsi vody a organického rozpouštědla použitého v mobilní fázi (5 % (V/V)), aby se zabránilo krystalizaci soli

Mobilní fáze mohou obsahovat další složky, např. protiionty u chromatografie iontových párů nebo chirální selektor v případě chromatografie s achiralní stacionární fázi

Detektory

Nejběžněji používanými detektory jsou spektrofotometry pro měření v ultrafialové a viditelné oblasti (UV/Vis) včetně detektorů s diodovým polem. Mohou být také použity fluorescenční spektrofotometry, diferenční refraktometry, elektrochemické detektory, hmotnostní spektrometry, detektory na bázi rozptylu světla nebo měření radioaktivity a jiné speciální detektory

Pracovní postup

S předepsanou mobilní fázi a s průtokovou rýchlosti se při pokojové teplotě nebo teplotě stanovené v lékopisném článku uvede kolona do rovnováhy, při niž je dosaženo stability základní linie

Připraví se roztok či roztoky zkoušené látky a porovnávací roztok nebo roztoky. Roztoky nesmí obsahovat pevné částice

Kriteriá pro posouzení vhodnosti systému jsou popsána ve stati Chromatografické separační metody (2.2.46). V této stati je také uveden rozsah, v němž mohou být nastaveny parametry chromatografického systému, aby se splnily požadavky testu způsobilosti

2.2.30 Vylučovací chromatografie

Vylučovací chromatografie je separační metoda, která rozděluje molekuly podle jejich velikosti. Pokud se používá organická mobilní fáze, je metoda známa jako gelová chromatografie, používá-li se vodná mobilní fáze nazývá se tato metoda gelová filtrace

Vzorek se vnáší na kolonu, která je naplněna gelem nebo naplní tvořenou porézními částicemi a je unášen mobilní fázi. K dělení podle velikosti molekul dochází opakovanou výměnou molekul rozpuštěných látek mezi rozpouštědlem v mobilní fázi a stejným rozpouštědlem v nepohyblivé (stagnantní) kapalné fázi uvnitř porů náplně (stacionární fáze). Rozmezí velikosti porů náplně určuje rozmezí velikosti molekul, pro nějž lze dosáhnout separace

Molekuly, které jsou tak malé, že mohou proniknout do všech porů, jsou eluovány celkovým permeačním objemem (V_t). Naproti tomu molekuly větší než největší pory náplně migruji kolonou pouze v prostoru mezi částicemi náplně, aniž by byly jakkoliv zadržovány, a jsou eluovány vylučovacím objemem (V₀ neboli mrtvý objem). K separaci podle velikosti molekul dochází mezi vylučovacím a celkovým permeačním objemem, přičemž použitelného dělení se obvykle dosahuje v prvních dvou třetinách tohoto rozmezí

Zařízení. Základem zařízení je chromatografícká kolona různé délky a vnitřního průměru, v případě potřeby termostatována, naplněna separačním materiálem schopným dělení v příslušném rozsahu velikosti molekul, kterou protéká eluent konstantní rychlostí. Jeden konec kolony je obvykle připojen ke vhodnému zařízení pro nástřik vzorku, jako je průtokový adapter, dávkovač se septem nebo dávkovací smyčka, a může být také připojen ke vhodnému čerpadlu pro regulaci průtoku eluentu. Případně může být vzorek nastřikován přímo na povrch náplně kolony zbaveny kapaliny, nebo je-li vzorek hustší než eluent, může být navrstven pod eluent. Výstup z kolony je obvykle připojen k vhodnému detektoru spojenému s automatickým zapisovačem, který umožňuje záznam relativních koncentraci separovaných složek vzorku. Detektory obvykle využívají fotometrické, refraktometrické nebo luminiscenční vlastnosti. V případě potřeby může být připojen automaticky sběrač frakci

Náplní může být měkký nosič, jako je nabobtnalý gel, nebo tuhý nosič tvořeny sklem, silikagelem nebo zesíťovaným organickým polymerem kompatibilním s rozpouštědlem. Tuhé nosiče obvykle vyžaduji tlakované systémy umožňující rychlejší separace. Mobilní fáze je volena podle typu vzorku separátního prostředí a způsobu detekce. Před provedením separace se náplň upraví a naplní do kolony tak, jak je popsáno v článku nebo podle návodu výrobce

Kriteriá pro posouzení vhodnosti systému jsou popsaná ve stati Chromatografické separační metody (2.2.46). V této stati je uveden rozsah v němž mohou být nastaveny parametry chromatografického systému, aby byly splněny požadavky testu způsobilosti

Stanovení relativního zastoupení složek ve směsích

Provede se separace podle lékopisného článku. Pokud je to možné, zaznamenává se plynule eluce složek a měří se odpovídající plochy piků. Jestliže se separace složek vzorku zaznamenává prostřednictvím fyzikálně-chemické vlastnosti, k niž všechny sledované složky přispívají ekvivalentními odezvami (např. všechny složky mají stejnou specifickou absorbanci), vypočte se relativní množství každé složky tak, že se plocha piku dané složky dělí součtem ploch piků všech sledovaných složek. Jestliže se tyto odezvy u jednotlivých složek liší, vypočte se obsah za pomoci kalibračních křivek získaných s kalibračními standardy, které jsou předepsány v lékopisném článku

Stanovení molekulových hmotností

Vylučovací chromatografie může být použita pro stanovení molekulových hmotností porovnáním s vhodnými kalibračními standardy, které jsou předepsány v lékopisném článku. Retenční objemy kalibračních standardů se vynášejí v závislosti na logaritmu molekulových hmotností těchto standardů. Graf se obvykle blíží přímce v oblasti mezi vylučovacím objemem a celkovým permeačním objemem pro použité separační prostředí. Z kalibrační křivky se stanoví molekulové hmotnosti. Kalibrační křivka pro molekulové hmotnosti platí pouze pro daný systém makromolekulami látka rozpouštědlo, který byl použít za předepsaných experimentálních podmínek

Stanovení distribuce velikosti molekul polymerů

Vylučovací chromatografie může být použita pro stanovení distribuce velikosti molekul polymerů. Porovnání vzorků je však platné pouze v případě, že jsou výsledky získany za stejných experimentálních podmínek. Porovnávací látky použité pro kalibraci a metody stanovení distribuce velikosti molekul jsou uvedeny v daném lékopisném článku.“

4. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.2 Fyzikální a fyzikálně-chemické metody se za kapitolu 2.2.44 doplňuje kapitola 2.2.45 až kapitola 2.2.47, které znějí:

„2.2.45 Superkritická fluidní chromatografie

Superkritická fluidní chromatografie (SFC) je separační metoda, kde mobilní fázi je kapalina v super kritickém nebo v subkritickém stavu. Stacionární fázi v koloně jsou buď jemně rozptýlené pevné částice (jako je silikagel nebo porézní grafit), chemicky modifikované stacionární fáze, které se používají v kapalinové chromatografii nebo v kapilárních kolonách chemicky vázáné kapalné stacionární fáze

SFC je založená na mechanismu adsorpce nebo rozdělování

Přístroj

Přistroj se obvykle skládá z chlazeného čerpacího systému, dávkovacího zařízení, chromatografické kolony opatřené termostatem, detektoru, regulátoru tlaku a zařízení na zpracování dat (nebo integrátoru nebo zapisovače)

Čerpací systémy

Čerpací systémy musí zaručovat konstantní průtokovou rychlost mobilní fáze. Aby bylo minimalizováno kolísání tlaku, je systém vybaven zařízením na tlumení pulzů natlakované mobilní fáze. Hadičky a všechny spoje musí být schopny odolat tlaku vyvinutému čerpacím systémem

Systémy kontrolované mikroprocesorem jsou schopné přesně přivádět mobilní fázi buď za konstantních, nebo měnících se podmínek v souladu se zadaným programem. V případě gradientove eluce se používá čerpací systém, který přivádí rozpouštědlo (rozpouštědla) z příslušných zásobníků. Míchání rozpouštědel probíhá buď na nízkotlaké nebo vysokotlaké straně čerpadla (čerpadel)

Dávkovací zařízení

Nástřik se provádí přímo na začátek kolony dávkovacím ventilem

Stacionární fáze

Stacionární fáze jsou v kolonách, které byly popsány ve statích Kapalinová chromatografie (2.2.29) (náplňové kolony) a Plynová chromatografie (2.2.28) (kapilární kolony). Kapilární kolony mají vnitřní průměr nejvýše 100 μm

Mobilní fáze

Obvykle se používá oxid uhličitý, který někdy obsahuje polární modifikátory, jako je methanol 2 propanol nebo acetonitril. Složení, tlak (hustota), teplota a průtoková rychlost předepsané mobilní fáze jsou buď konstantní po celou dobu chromatografického postupu (izokratická, izodenzitická, izotermická eluce), nebo se mohou měnit podle definovaného programu (gradientova eluce modifikátoru, tlaku (hustoty), teploty nebo průtokové rychlosti)

Detektory

Nejběžněji používanými detektory jsou spektrofotometry v ultrafialové a viditelné oblasti (UV/VIS) a plamenoionizační detektory. Lze též používat detektory rozptylu světla, spektrofotometry absorbující v infračervené oblasti, tepelně vodivostní detektory nebo jiné speciální detektory

Pracovní postup

Připraví se zkoušený(é) roztok(y) a porovnávací roztok(y) způsobem popsaným v lékopisném článku. Roztoky nesmí obsahovat pevné částice

Kriteriá pro posouzení vhodnosti systému jsou popsaná ve stati Chromatografické separační metody (2. 2.46). V této stati je rovněž uveden rozsah v jakém mohou být nastaveny parametry chromatografického systému, aby se splnily požadavky testu způsobilosti

2.2.46 Chromatografické separační metody

Chromatografické separační metody jsou vícestupňové separační metody, kde složky vzorku jsou rozdělovány mezi dvě fáze, z nichž jedna je stacionární a druhá je mobilní. Stacionární fázi může být pevná látka nebo kapalina nanesena na tuhý nosič nebo gel. Stacionární fáze může být naplněna do kolon, rovnoměrně rozprostřena do vrstvy nebo filmu atd. Mobilní fáze může být plynná, kapalná nebo kapalina v superkritickém stavu. Separace může být založená na adsorpci, rozdělování, výměně iontů atd., nebo může být založená na rozdílech ve fyzikálně-chemických vlastnostech molekul, jako je velikost, hmotnost, objem atd.

Tato kapitola obsahuje definice a výpočty společných parametrů a obecné požadavky pro způsobilost systému. Principy separace, přístroje a metody jsou pak uvedeny v dalších obecných statích věnovaných jednotlivým separačním metodám

Papírová chromatografie (2.2.26)

Tenkovrstvá chromatografie (2.2.27)

Plynová chromatografie (2.2.28)

Kapalinová chromatografie (2.2.29)

Vylučovací chromatografie (2.2.30)

Superkritická fluidní chromatografie (2.2.45)

Definice

Následující definice jsou použity pro výpočet limitů v lékopisných článcích

U některých přístrojů mohou být určité parametry např. poměr signálu k sumu vypočítány za použití softwaru dodaného výrobcem přístroje. Je odpovědností užívatele zajistit, aby metody použité v softwarovém vybavení byly slučitelné s lékopisnými požadavky. Pokud tomu tak není, musí být provedeny nezbytné korekce

Chromatogram

Chromatogram představuje graficky nebo jiný záznam odezvy detektoru, koncentrace eluované látky nebo jiné veličiny použité jako měřítko této koncentrace v závislosti na čase, objemu nebo vzdálenosti. Idealizovaný chromatogram představuje řada gaussovských píků na základní linií

RETENČNÍ DATA

Retenční čas a retenční objem

Měření retence v eluční chromatografii může být vyjádřeno retenčním časem (t_R) přímo definovaným polohou vrcholu píku na chromatogramu. Z retenčního času může být vypočítán retenční objem (V_R) podle vztahu

V_R = t_R v

v němž značí

t_R - retenční čas nebo vzdálenost podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmici spuštěné z vrcholu píku odpovídajícího dané složce,

v - průtokovou rychlost mobilní fáze

Hmotnostní distribuční poměr (známý jako kapacitní faktor k' nebo retenční faktor)

Hmotnostní distribuční poměr (D_m) je definován jako

v němž značí

k_c rovnovážný distribuční koeficient (známy jako distribuční konstanta),

V_s objem stacionární fáze

V_M objem mobilní fáze

Hmotnostní distribuční poměr složky může být určen z chromatogramu s použitím výrazu

v němž značí

t_R retenční čas nebo vzdálenost (nebo objem) podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmici spuštěné z vrcholu píku odpovídajícího dané složce,

t_M - mrtvý čas nebo vzdálenost (nebo objem) podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmici spuštěné z vrcholu píku odpovídajícího nezadržované složce

Distribuční koeficient

Eluční charakteristika látky na určíté koloně ve vylučovací chromatografii může být daná distribučním koeficientem (K₀), který se vypočítá ze vzorce

v němž značí

t_R retenční čas nebo vzdálenost (nebo objem) podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmici spuštěné z vrcholu píku odpovídajícího dané složce,

t₀ mrtvý čas nebo vzdálenost (nebo objem) podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmici spuštěné z vrcholu píku odpovídajícího nezadržované složce

t_i retenční čas nebo vzdálenost (nebo objem) podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmici spuštěné z vrcholu píku odpovídajícího složce, která může volně pronikat do všech pórů stacionární fáze

Retenční faktor

Retenční faktor (R_F) (známý též jako retardační faktor R_f) používaný v planární chromatografii, je poměr vzdálenosti od startu ke středu skvrny a vzdálenosti, kterou od startu urazilo čelo rozpouštědla

v němž značí

b migrační vzdálenost stanovované látky,

a migrační vzdálenost čela rozpouštědla

CHROMATOGRAFICKÁ DATA

Pík může být definován plochou píku (A) nebo výškou píku (h) a šířkou píku v poloviční výšce (w_h) nebo výškou píku (h) a šířkou píku mezi body inflexe (w_i). Pro gaussovské píky (obr 2.2.46-1) platí vztah

w_h = 118w ,

Obr. 2.2.46-1

Faktor symetrie

Faktor symetrie píku (A_s) (nebo faktor chvostování píku) (obr. 2.2.46-2) se vypočítá ze vzorce:

v němž značí:

w_0,05 - šířku píku v jedné dvacetině jeho výsky,

d - vzdálenost mezi kolmicí spuštěnou z vrcholu píku a vzestupnou částí píku v jedné dvacetině jeho výšky.

Hodnota faktoru symetrie 1,0 značí úplnou (ideální) symetrii píku.

Obr. 2.2.46-2

Účinnost kolony a zdánlivý počet teoretických pater

Účinnost kolony (zdánlivá) může být vypočtena jako zdánlivý počet teoretických pater (N) z dat získaných v závislosti na technice za podmínek izotermických, izokratických nebo izopyknických. Použije se následující vzorec, v němž hodnoty t_I a w_h musí být vyjádřeny ve stejných jednotkách (času, objemu nebo vzdálenosti)

v němž značí

t_R retenční čas nebo vzdálenost (nebo objem) podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmici spuštěné z vrcholu píku odpovídajícího dané složce,

w_h šířku píku v polovině jeho výšky

Zdánlivý počet teoretických pater se mění se stanovovanou složkou, kolonou a retenčním časem

SEPARAČNÍ DATA

Rozlišení

Rozlíšení (R_s) mezi píky dvou složek, které mají podobnou výšku, může být vypočteno ze vzorce

kde t_R2 > t_R1

v němž značí

t_R1 a t_R2 retenční časy nebo vzdálenosti podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmicím spuštěným z vrcholů dvou sousedních píků,

w_h1 a w_h2 šířky píků v poloviční výšce

Rozlišení větší než 1,5 odpovídá rozdělení píků na základní linii

Pro píky, které se vzájemně značně liší svými výškami, nemusí být výše uvedený vzorec vhodný

V kvantitativní planární chromatografii jsou místo retenčních časů používany migrační vzdálenosti a a b a rozlišení může být vypočteno ze vzorce

v němž značí

R_F1 a R_F2 poměry vzdálenosti od startu ke středům skvrn a vzdálenosti, kterou od startu urazilo čelo rozpouštědla,

w_h1 a w_h2 šířky píků v polovině jejich výšky

a migrační vzdálenost čela rozpouštědla

Poměr výšky píku k sedlu

Jestliže není zcela oddělena nečistota od analyzované látky, lze použít poměr výšky píku k sedlu (p/a) jako kriterium pro způsobilost systému k dělení příbuzných látek (obr. 2.2.46-3)

v němž značí

H_p - výšku píku nečistoty nad extrapolovanou základní linii,

H_v - výšku nejnižšího bodu křivky oddělující píky nečistoty a stanovované látky (sedlo) nad extrapolovanou základní linii

Obr. 2.2.46-3

Relativní retence

Relativní retence (r) se vypočítá ze vzorce:

v němž značí:

t_R2 - retenční čas sledovaného píku,

t_R1 - retenční čas referenčního píku (obvykle pík odpovídající zkoušené látce),

t_M - mrtvý čas nebo vzdálenost podél základní linie od bodu nástřiku ke kolmici spuštěné z vrcholu píku odpovídajícího nezadržované složce.

V planární chromatografii se používají retenční faktory R_F2 a R_F1 místo t_R2 a t_R1.

PŘESNOST KVANTITATIVNÍ ANALÝZY

Poměr signálu k šumu

Poměr signálu k šumu (S/N), který ovlivňuje přesnost stanovení obsahu složek, se vypočítá ze vzorce:

v němž značí:

H - výšku píku (obr. 2.2.46-4) odpovídajícího dané látce na chromatogramu předepsaného porovnávacího roztoku měřené od vrcholu píku k extrapolované základní linii signálu, který se sleduje na vzdálenosti rovné dvacetinásobku šířky píku v polovině jeho výšky,

h - rozpětí šumu pozadí na chromatogramu získaného při slepé zkoušce a zaznamenávaného na vzdálenosti rovné dvacetinásobku šířky píku v polovině jeho výšky na chromatogramu předepsaného porovnávacího roztoku, a to pokud možno rovnoměrně na obě strany od místa, kde by se měl nacházet sledovaný pík

Obr. 2.2.46-4

Opakovatelnost

Opakovatelnost odezvy se vyjadřuje jako odhad relativní směrodatné odchylky (RSD_%) v procentech pro řadu následných měření porovnávacího roztoku a vypočítá se z výrazu

v němž značí

y_I - jednotlivé hodnoty vyjádřené jako plocha píku, výška píku nebo poměr ploch u metody vnitřního standardu,

 - průměr jednotlivých hodnot,

n - počet jednotlivých hodnot

Maximální dovolená relativní standardní odchylka (RSD_max) se vypočítá pro řadu nástřiků porovnávacího roztoku pro definované limity podle následujícího vzorce

v němž značí

B horní limit daný v definici jednotlivých lékopisných článků minus 100% za předpokladu, že horní limit je určen podle reprodukovatelosti metody

n počet opakovaných nástřiků porovnávacího roztoku (3 ≤ n ≤ 6)

t_{90% n l} Studentův parametr t při 90% pravděpodobnosti (oboustranný) pro n - l stupňů volnosti

Způsobilost systému

Test způsobilosti systému představuje nedílnou součást metody a slouží k zajištění přiměřené účinnosti chromatografického systému. Pro hodnocení účinnosti kolony se používají následující parametry zdánlivá účinnost, kapacími faktor rozlišení, relativní retence a faktor symetrie. Faktory, které mohou ovlivnit chromatografie ke chování, zahrnuji složení mobilní fáze, její iontovou sílu, teplotu a zdánlivé pH, průtokovou rychlost, délku kolony, teplotu a tlak, charakteristiku stacionární fáze včetně porozity, velikosti a typu částic, specifického povrchu a u nosičů používaných v chromatografii s obrácenými fázemi rozsah chemické modifikace (odstranění povrchových silanolových skupin, obsah vázáného uhlíku atd.)

Jednotlivé části použitého zařízení musí být kvalifikovány a musí být schopny dosáhnout přesnosti požadované pro provedení zkoušky nebo stanovení obsahu

Pokud není v lékopisném článku uvedeno jinak, musí být splněny následující požadavky

- faktor symetrie hlavního píku má být mezi 0,8 a 1,5, pokud není v lékopisném článku stanoveno jinak. Tento požadavek je obecně použitelný pro zkoušky na čistotu nebo stanovení obsahu popsané v lékopisných článcích,

- maximální dovolená relativní směrodatná odchylka pro opakované nástřiky předepsaného porovnávacího roztoku nepřevyšuje hodnoty uvedené v tabulce 2.2.46-1. Tento požadavek je použitelný pouze pro stanovení obsahu,

- mez detekce píku (odpovídající poměru signálu k šumu = 3) je pod limitem zanedbatelnosti píků (práh zaznamenávání píků) u zkoušky na příbuzné látky,

- mez stanovitelnosti píku (odpovídající poměru signálu k šumu = 10) je nejvýše rovna limitu zanedbatelnosti píků u zkoušky na příbuzné látky

Tab. 2.2.46-1 Požadavky na opakovatelnost

ÚPRAVA CHROMATOGRAFICKÝCH PODMÍNEK

Pro informaci je níže uveden rozsah, v němž mohou být různé parametry chromatografické zkoušky upraveny tak, aby byla splněna kriteria způsobilosti systému, aniž by přitom došlo k podstatnému pozměnění metody. Popsané chromatografické podmínky byly validovány během vypracovávání lékopisného článku. V metodách jsou začleněny testy způsobilosti systému, aby se zajistila separace požadovaná pro uspokojivé provedení zkoušky na čistotu nebo stanovení obsahu. Protože použité stacionární fáze jsou popsány obecně a komerčně je k dispozici vždy celá řada takovýchto fází, lišících se navzájem chromatografickým chováním, může být určité upravení chromatografických podmínek nezbytné pro splnění předepsaných požadavků na způsobilost systému. Zejména u metod kapalinové chromatografie s obrácenými fázemi se však upravením různých parametrů nedosáhne vždy uspokojivého dělení. V takovém případě pak může být nutné zaměnit kolonu za jinou kolonu stejného typu (např. silikagel s oktadecylsilanizovanými skupinami), ale od jiného výrobce, která bude vykazovat žádoucí chromatografické chování

U kritických parametrů je jejich úprava jasně stanovená v lékopisném článku, aby se zajistila způsobilost systému.

Je vhodné vyhnout se několikanásobnému upravování, které může mít kumulativní vliv na účinnost chromatografického systému

Tenkovrstvá chromatografie a papírová chromatografie

Složení mobilní fáze. Množství minoritní složky rozpouštědla může být upraveno v rozmezí ±30 relativních procent nebo ±2 absolutní procenta, podle toho která hodnota je větší. Žádna jiná složka se nemění o více než 10 absolutních procent

pH vodné složky mobilní fáze. ±0,2 hodnoty pH, pokud není uvedeno jinak v lékopisném článku nebo ±1,0 pH když je zkoušená látka neutrální

Koncentrace soli v tlumivém roztoku tvořícím součást mobilní fáze je možno upravovat v rozmezí ±10%

Nanášený objem lze snížit na 20% předepsaného objemu, jestliže se používají desky s jemnými částicemi (2 μm až 10 μm)

Migrační vzdálenost celá rozpouštědla nemá být menší než 50 mm

Kapalinová chromatografie

Složení mobilní fáze. Množství minoritní složky rozpouštědla může být upraveno v rozmezí ±30 relativních procent nebo ±2 absolutní procenta, podle toho, která hodnota je větší. Žádnou další složku nelze měnit o více než 10 absolutních procent

pH vodné složky mobilní fáze ±0 2 hodnoty pH, pokud není uvedeno jinak v lékopisném článku, nebo ±1 0 hodnoty pH, když je zkoušená látka neutrální

Koncentrace soli v tlumivém roztoku tvořícím součást mobilní fáze je možno upravovat v rozmezí ±10 %

Vlnová délka detektoru. Není dovoleno žádné upravování

Stacionární fáze

délka kolony ±70%

vnitřní průměr kolony ±25 %

velikost částic zmenšení nejvýše o 50 %, zvětšení není dovoleno

Průtoková rychlost ±50 %

Teplota ±10%, nejvýše však 60 °C

Nastřikovaný objem může být zmenšen za předpokladu, že detekce píků a opakovatelnost stanovovaného píku (stanovovaných píků) je vyhovující

Gradientova eluce. Konfigurace použitého zařízení může významně změnit rozlišení, retenční čas a relativní retence popsané v konkrétní metodě. To může být způsobeno zvětšeným mrtvým objemem, což je objem mezi vrškem kolony a bodem v němž dochází ke smíchání dvou složek mobilní fáze

Plynová chromatografie

Stacionární fáze

délka kolony ±70%

vnitřní průměr kolony ±50 %

velikost částic zmenšení nejvýše o 50 %, zvětšení není dovoleno

tloušťka filmu -50% až + 100%

Průtoková rychlost ±50 %

Teplota ±10%

Nastřikovaný objem může být zmenšen za předpokladu, že detekce a opakovatelnost je vyhovující

Superkritická fluidní chromatografie

Složení mobilní fáze. Pro náplňové kolony může být množství minoritní složky rozpouštědla upraveno v rozmezí ±30 relativních procent nebo ±2 absolutní procenta, podle toho, která hodnota je větší. Při použití kapilárních kolon není žádna úprava dovolena

Vlnová délka detektoru. Není dovoleno žádné upravování

Stacionární fáze

délka kolony ±70%

vnitřní průměr kolony ±25 % (náplňové kolony), ±50 % (kapilární kolony),

velikost částic zmenšení nejvýše o 50 %, zvětšení není dovoleno (plněné kolony)

Průtoková rychlost ±50 %

Teplota ±10% nejvýše však 60 °C

Nastřikovaný objem může být zmenšen za předpokladu, že detekce píků a opakovatelnost plochy píků je vyhovující

Kvantitativní analýza

Metoda vnějšího standardu. Koncentrace stanovované složky (stanovovaných složek) se určí porovnáním odezvy píku (piků) složky (složek) naměřené pro zkoušený roztok a odpovídající odezvy naměřené pro porovnávací roztok

Metoda vnitřního standardu. Ke zkoušenému a porovnávacímu roztoku se přidají stejná množství látky (kterou zkoušený roztok neobsahuje), kterou lze rozlišit od zkoušené látky a která s ní nereaguje (vnitřní standard). Koncentrace zkoušené látky se stanoví porovnáním poměru ploch píků nebo výšek píků stanovované látky a vnitřního standardu pro zkoušený roztok a odpovídajícího poměru pro porovnávací roztok

Metoda normalizace. Obsah jedné nebo více složek zkoušené látky v procentech se vypočítá z plochy nebo ploch jako procento celkové plochy všech píků s výjimkou píků rozpouštědel nebo přidaných reakčních činidel a píků, které jsou v limitu zanedbatelnosti píků

Kalibrační postup. Stanoví se vztah mezi měřeným nebo vyhodnocovaným signálem (y) a množstvím (koncentrace hmotnost atd.) stanovované látky (x) a vypočítá se kalibrační funkce. Výsledky analýzy se vypočtou ze změřeného nebo vyhodnoceného signálu stanovované látky pomocí inverzní funkce

Pro zkoušky na čistotu a stanovení obsahu složek může být v lékopisném článku předepsaná metoda vnějšího standardu, vnitřního standardu nebo kalibrační postup

Metoda normalizace není v tomto případě běžně používaná. Ve zkouškách na příbuzné látky se obecně používá buď metoda vnějšího standardu s jedním porovnávacím roztokem nebo metoda normalizace. Jestliže je u metody normalizace nebo u metody vnějšího standardu používán pro porovnání zředěný roztok zkoušené látky jsou odezvy příbuzných látek podobné odezvě účinné látky (odezvový faktor 0,8 až 1,2), jinak jsou uvedeny v textu korekční faktory (převrácená hodnota odezvového faktoru)

Odezvový faktor je poměrná hodnota, která je rovna odezvě jedné látky vztažené k odezvě stejného množství jiné látky za podmínek popsaných v textu

Jestliže je ve zkoušce na příbuzné látky předepsáno sečítání nečistot nebo stanovení obsahu některé nečistoty, je důležité zvolit vhodné nastavení prahové hodnoty a vhodné podmínky pro integraci ploch píků. U takovýchto zkoušek je limit pro zanedbatelnost píku (např. hodnota plochy, kterou nejvýše mohou mít píky, k nimž se při hodnocení nepřihlíží) obecně 0,05 %. Nastavení prahové hodnoty systému pro sběr dat odpovídá nejméně polovině tohoto limitu. Plochy píků nečistot, které nejsou úplně odděleny od hlavního píku, jsou přednostně integrovaný za použití extrapolace sedlo - sedlo (tangenciální oddělení minoritního píku). Píky rozpouštědla nebo rozpouštědel použitých pro rozpuštění vzorku se rovněž zanedbávají

2.2.47 Kapilární elektroforéza

Obecné principy

Kapilární elektroforéza je fyzikální analytická metoda založená na migraci elektricky nabitých stanovovaných látek rozpuštěných v roztoku elektrolytu kapilárou vlivem stejnosměrného elektrického pole

Migrační rychlost stanovované látky v elektrickém poli o intenzitě E je určená elektroforetickou pohyblivosti stanovované látky a elektroosmotickou pohyblivosti tlumivého roztoku v kapiláře. Elektroforetická pohyblivost rozpuštěné látky (μ_ep) závisí na jejich vlastnostech (elektrický náboj, velikost a tvar molekuly) a na vlastnostech tlumivého roztoku, v němž migrace probíhá (typ a iontová sila roztoku elektrolytu, pH, viskozita, přísady). Elektroforetická rychlost (v_ep) rozpuštěné látky je za předpokladu kulového tvaru nabité molekuly dána rovnicí

v niž značí

q - efektivní náboj rozpuštěné látky,

η - viskozitu roztoku elektrolytu,

r - Stokesův poloměr rozpuštěné látky,

V - vložené napětí,

L - celkovou délku kapiláry

Vlivem elektrického pole vzniká uvnitř kapiláry naplněné tlumivým roztokem proud rozpouštědla nazývaný elektroosmotický tok. Rychlost elektroosmotického toku je dána elektroosmotickou pohyblivostí (μ_eo), která závisí na hustotě náboje na vnitřní stěně kapiláry a vlastnostech tlumivého roztoku. Elektroosmotická rychlost (v_eo) je dána rovnicí

v niž značí

ε - permilivitu tlumivého roztoku,

ζ - elektrokineticky (zeta) potenciál povrchu kapiláry

Elektroforetická a elektroosmotická pohyblivost stanovované látky mohou mít stejný nebo opačný směr v závislosti na náboji (kladném nebo záporném) rozpuštěné látky, takže rychlost rozpuštěné látky (v) je daná výrazem

v = v_ep ± v_eo

Součet nebo rozdíl dvou členů se použije podle toho, zda pohyblivosti mají stejný nebo opačný směr. Při velké elektroosmotické rychlosti vzhledem k elektroforetické rychlosti rozpuštěných látek mohou být záporně i kladně nabité stanovované látky separovány současně

Čas (t), který rozpuštěná látka potřebuje k migraci po vzdálenosti (l), tj od místa nástřiku do detekční cely (efektivní délka kapiláry), je dán výrazem

Většina křemenných kapilár používaných v elektroforéze má na svém vnitřním povrchu záporné náboje, které vyvolávají elektroosmotický tok směrem ke katodě. Pro získání dobré reprodukovatelnosti migrační rychlosti rozpuštěné látky musí zůstat etektroosmotický tok konstantní od analýzy k analýze. Pro některé aplikace je nutné snížit nebo potlačit elektroosmotický tok modifikací vnitřní stěny kapiláry nebo změnou pH tlumivého roztoku

Po nástřiku vzorku do kapiláry migruje každý analyzovaný druh iontů vzorku nosným elektrolytem jako nezávislá zóna podle své elektroforetické pohyblivosti. Rozptyl zóny, což je rozšíření pasu každé rozpuštěné látky, je výsledkem několika různých jevů. V ideálním případě je jediným příspěvkem k rozšíření zóny rozpuštěné látky molekulami difúze rozpuštěné látky podél kapiláry (podélná difúze). V tomto ideálním případě je účinnost separace, vyjádřená jako počet teoretických pater (N) daná výrazem

v němž značí

D - difuzní koeficient rozpuštěné látky v tlumivém roztoku

V praxi mohou k rozšíření zóny významně přispívat i jiné jevy, jako je uvolňované teplo, adsorpce vzorku na stěnu kapiláry, rozdíly elektrické vodivosti vzorku a tlumivého roztoku (elektrodisperze), délka dávkované zóny, velikost (délka) detekční cely a nestejná úroveň hladin elektrolytu v elektrodových nádobkách

Separace dvou zón (vyjádřené jako rozlišení R_s) může být dosaženo modifikaci elektroforetické pohyblivosti stanovované látky, elektroosmotické pohyblivosti vyvolané v kapiláře a zvýšením účinnosti pro zónu každé stanovované látky podle rovnice

v niž značí

μ_epa a μ_epb - elektroforetickou pohyblivost dvou separovaných stanovovaných látek,

- střední elektroforetickou pohyblivost dvou stanovovaných látek

Zařízení

Zařízení pro kapilární etektroforézu se skládá

- z řiditelného zdroje stejnosměrného vysokého napětí,

- ze dvou nádobek na tlumivý roztok udržovaných na stejné úrovni, obsahujících předepsaný anodický a katodický roztok,

- ze dvou elektrod (anoda a katoda) ponořených do nádobek s tlumivým roztokem a připojených ke zdroji vysokého napětí,

- ze separační kapiláry (obvykle křemenné), která, je-li používaná s určitými druhy detektorů, má v místě detekce opticky průhledné okénko, konce kapiláry jsou umístěny v nádobkách s tlumivým roztokem, kapilára je naplněna roztokem předepsaným v lékopisném článku,

- ze vhodného dávkovacího systému,

- z detektoru schopného sledovat množství zkoumané látky procházející úsekem kapiláry v daném čase, je obvykle založen na absorpční spektrofotometru (ultrafialové a viditelné) nebo fluorimetru, ale pro určité aplikace může být vhodná vodivostní, amperometrická nebo hmotnostně spektrometrická detekce, alternativní metodou používanou k detekci látek neabsorbujících UV záření a nefluoreskujících je nepřímá detekce,

- z termostatového systému schopného udržovat konstantní teplotu uvnitř kapiláry (doporučuje se pro získání dobré reprodukovatelnosti separace),

- zapisovače a vhodného integrátoru nebo počítače

Pro přesnou kvantitativní analýzu je kritické určení způsobu dávkování a jeho automatizace. Dávkování může být hydrodynamické (hydrostatické, tlakové nebo vakuové) a elektrokmetické. Množství každé složky vzorku dávkovaného elektrokineticky závisí na její elektroforetické pohyblivosti, takže používání tohoto způsobu nástřiku vede k různému zastoupení nabitých složek v kapiláře

Použijí se kapilára, tlumivé roztoky, metoda předúpravy kapiláry, roztok vzorku a migrační podmínky předepsané v článku uvažované látky. Použitý roztok elektrolytu se zfiltruje, aby se odstranily částice, a odplyní, aby se zabránilo tvorbě bublin, které způsobují rušení při detekci nebo přerušení elektrického proudu v kapiláře během separace. Pro každou analytickou metodu musí být vyvinut důkladný promývací postup, aby se dosáhlo reprodukovatelných migračních časů rozpuštěných látek

Kapilární elektroforéza ve volném roztoku

Princip

Při kapilární elektroforéze ve volném roztoku jsou stanovované látky separovány v kapiláře obsahující pouze tlumivý roztok bez přísad zabraňujících proudění. Při této metodě dochází k separaci na základě různé rychlosti migrace jednotlivých složek migrujících v oddělených zónách. Rychlost každé zóny závisí na elektroforetické pohyblivosti rozpuštěné látky a elektroosmotickém toku v kapiláře (viz Obecné principy). Pro zvýšení účinnosti separace látek, které jsou adsorbovány na křemenný povrch, mohou být použity kapiláry s vnitřním povlakem

Tato varianta kapilární elektroforézy může být použitá pro analýzu jak malých (M_r < 2000), tak i velkých molekul (2000 < M_r < 100 000). Díky vysoké účinnosti, které je v kapilární elektroforéze ve volném roztoku dosahováno, může být prováděna separace molekul, jež mají jen nepatrný rozdíl v poměru náboje ke hmotnosti. Tento způsob separace umožňuje také separaci chirálních látek přidáním chirálního selektoru do separačního tlumivého roztoku

Optimalizace

Optimalizace separace je komplexní proces, v němž mohou hrát významnou roli různé separační parametry. Hlavní faktory, které je třeba brát v úvahu při vývoji separace, jsou instrumentální parametry a parametry roztoku elektrolytu

Instrumentální parametry

Napětí. Čas separace je nepřímo úměrný vloženému napětí. Zvýšení napětí však může způsobit nadměrnou tvorbu tepla, které zvyšuje teplotu, výsledkem je gradient viskozity tlumivého roztoku v kapiláře. Tento jev způsobuje rozšíření zóny a snižuje rozlišení

Teplota. Teplota ovlivňuje především viskozitu a elektrickou vodivost tlumivého roztoku, a tím i migrační rychlost. V některých případech může zvýšení teploty způsobit konformační změny bílkovin, což pozmění jejich migrační čas a účinnost separace

Kapilára. Rozměry kapiláry (délka a vnitřní průměr) ovlivňují čas analýzy, účinnost separace a kapacitu. Zvýšení celkové délky snižuje intenzitu elektrického pole (při konstantním napětí), což prodlouží migrační čas. Pro daný tlumivý roztok a intenzitu elektrického pole závisí uvolněné teplo a tím i rozšíření zóny vzorku na vnitřním průměru kapiláry. Ten také ovlivňuje detekční limit, který dále závisí na nastříknutém objemu vzorku a použitém detekčním systému

Jelikož adsorpce složek vzorku na stěnu kapiláry omezuje účinnost, musí být při vývoji separační metody brány v úvahu postupy, které těmto interakcím zabraňují. V případě bílkovin bylo navrženo několik metod, jak zabránit adsorpci na stěnu kapiláry. Některé z těchto metod vyžadují pouze modifikaci složení tlumivého roztoku (použití extremní hodnoty pH, adsorpce kladně nabitých přísad tlumivého roztoku). V jiných případech je vnitřní stěna kapiláry pokrytá polymerem kovalentně vázaným na oxid křemičitý, který zabraňuje interakcím mezi bílkovinami a záporně nabitým křemenným povrchem. Pro tyto účely jsou dostupné komerční kapiláry pokryté neutrálními hydrofilními, kationtovými a amontovými polymery

Parametry roztoku elektrolytu

Složení tlumného roztoku a koncentrace. Vhodné tlumivé roztoky pro kapilární elektroforézu mají přiměřenou tlumivou kapacitu ve vybrané oblasti pH a nízkou elektrickou vodivost, aby se minimalizoval procházející elektrický proud

Pro minimalizaci deformace zóny je důležité přizpůsobit pohyblivost koiontu tlumivého roztoku pohyblivosti rozpuštěné látky, pokud je to možné. Pro zaostření zóny vzorku v kapiláře, které zvyšuje separační účinnost a zlepšuje detekci, je také důležitý typ použitého rozpouštědla vzorku

Zvýšení koncentrace tlumivého roztoku (pro dané pH) snižuje elektroosmotický tok a rychlost rozpuštěné látky

pH tlumivého roztoku. pH tlumivého roztoku může ovlivnit separaci změnou náboje stanovované látky nebo přísady a změnou elektroosmotického toku. Při separaci bílkovin a peptidů se při změně pH z hodnoty nad izoelektrickým bodem (pI) na hodnotu pod izoelektrickým bodem změní výsledný náboj rozpuštěné látky ze záporného na kladný. Zvýšení pH tlumivého roztoku obecně zvyšuje elektroosmotický tok

Organická rozpouštědla. Organické modifikátory (methanol, acetonitril atd.) mohou být přidány do vodného tlumivého roztoku pro zvýšení rozpustnosti zkoušené látky nebo jiných přísad a/nebo pro ovlivnění stupně ionizace složek vzorku

Přídavek organických modifikátorů do tlumivého roztoku obecně způsobuje snížení elektroosmotického toku

Přísady pro chirální separace. Pro separaci optických izomerů se do separačního tlumivého roztoku přidává chirální selektor. Nejběžněji používané chirální se lektory jsou cyklodextríny, ale mohou se také používat cyklické polyethery, polysacharidy a bílkoviny. Jelikož chirální rozlišení je řízeno rozdílnou interakci chirálního selektoru s každým z enantiomerů, závisí dosažené rozlišení chirálních látek do značné míry na typu použitého chirálního selektoru. V tomto ohledu může být pro vývoj dané separace užitečné zkoušet cyklodextríny s různou velikostí dutiny (α- β nebo γ-cyklodextrín) nebo modifikované cyklodextríny s neutrálními (methyl, ethyl, hydroxyalkyl- atd.) nebo ionizovalelnými (aminomethyl-, karboxymethyl-, sulfobutylether- atd.) skupinami. Při použití modifikovaných cyklodextrínů musí být brány v úvahu odchylky mezi jednotlivými šaržemi ve stupni substituce cyklodextrínů, které mohou ovlivňovat selektivitu. Další faktory, které řídí rozlišení při chirálních separacích, jsou koncentrace chirálního selektoru, složení a pH tlumivého roztoku a teplota. Dosažené rozlišení může být také pozměněno použitím organických přísad jako je methanol nebo močovina

Kapilární gelová elektroforéza

Princip

V kapilární gelové elektroforéze se separace provádí v kapiláře naplněné gelem, který působí jako molekulové síto. V tomto uspořádaní se při daném poměru náboje k hmotnosti pohybují menši složky kapilárou rychleji než větší. Kapilární gelová elektroforéza se může použít pro separaci biologických makromolekul (bílkovin a fragmentů DNK) podle jejich molekulové hmotnosti

Vlastnosti gelu

V kapilární elektroforéze se používají dva typy gelů - chemické a fyzikální. Chemické gely, jako je zesítěný polyakrylamid, jsou připravovaný v kapiláře polymeraci monomerů. Jsou obvykle navázaný na křemennou stěnu a nemohou být odstraněny, aniž by nebyla zničena kapilára. Pokud se gely používají k separaci bílkovin, obsahuje separační tlumivý roztok obvykle dodecylsíran sodný a vzorky jsou před nástřikem denaturovány zahříváním ve směsi dodecylsíranu sodného

a 2 merkaptoethanolu nebo dithiothreitolu. Separace v zesítěných gelech může být optimalizovaná modifikaci separačního tlumivého roztoku (jak je naznačeno v oddíle o kapilární elektroforéze ve volném roztoku) a regulaci porozity gelu při jeho přípravě. Porozita zesítěných polyakrylamidovych gelů může být ovlivněna změnou koncentrace akrylamidu a/nebo zastoupení síťovadla. Je pravidlem, že snížení porozity gelu vede ke snížení pohyblivosti rozpuštěných látek. Vzhledem k tuhosti těchto gelů se může používat pouze elektrokinetický nástřik

Fyzikální gely jsou hydrofilní polymery jako lineární polyakrylamid deriváty celulosy dextran atd., které mohou být rozpuštěný ve vodných separačních tlumivých roztocích za vzniku separačního media, které rovněž působí jako molekulové síto. Tato separační media se připravují snáze než zesítěné polymery. Mohou být připravený v zásobní nádobce a tlakem naplněny do kapiláry s pokrytou vnitřní stěnou (bez elektroosmotického toku). Výměna gelu před každým nástřikem obecně zlepšuje reprodukovatelnost separace. Porozita gelů se může zvýšit použitím polymerů o vyšší molekulové hmotnosti (při dané koncentraci polymeru) nebo snížením koncentrace polymeru (při dané molekulové hmotnosti polymeru). Snížení porozity gelu vede ve stejném tlumivém roztoku ke snížení pohyblivosti rozpuštěné látky. Rozpuštěním těchto polymerů v tlumivém roztoku vznikají roztoky s nízkou viskozitou, proto se může použit jak hydrodynamický, tak elektrokinetický nástřik

Kapilární izoelektrická fokusace

Princip

Při izoelektrické fokusaci se vlivem elektrického pole pohybují amfoterní molekuly, pokud jsou nabité, tj. pokud se nacházejí mimo oblast svého izoelektrického bodu v gradientu pH tvořeném amfolyty s širokým rozsahem pI (polyaminokarboxylové kyseliny) rozpuštěnými v separačním tlumivém roztoku

Třemi základními kroky izoelektrické fokusace jsou plnění fokusace a mobilizace

Plnění. Mohou být použitý dva postupy

jednostupňové plnění, vzorek se smíchá s amfolyty a zavede se do kapiláry tlakem nebo vakuem

postupné plněni, do kapiláry se postupně zavede vedoucí roztok, amfolyty, vzorek smíchaný s amfolyty, opět samotné amfolyty a nakonec koncový roztok, objem vzorku musí být dostatečně malý, aby neovlivňoval gradient pH

Fokusace. Vlivem vloženého napětí migruji amfolyty podle svého výsledného náboje ke katodě, nebo k anodě, takže vytvářejí gradient pH od anody (nižší pH) ke katodě (vyšší pH). Během tohoto kroku se separované složky pohybují, dokud nedosáhnou pH odpovídajícího jejich izoelektrickému bodu (pI) a proud pak poklesne na velmi malé hodnoty.

Mobilizace. Zóny separovaných složek jsou nucený projít detektorem. Je možno použít tři postupy

- v prvním postupu je mobilizace dosaženo během fokusace vlivem elektroosmotického toku, elektroosmotický tok musí být dostatečně malý, aby bylo dosaženo fokusace (dříve, než zóny projdou detektorem),

- v druhem postupu je mobilizace dosaženo působením pozitivního tlaku po fokusaci

- ve třetím postupu je mobilizace dosaženo po fokusačním kroku přidáním soli do katodové nebo anodové nádobky (v závislosti na vybraném směru mobilizace), aby se změnilo pH v kapiláře, po vloženém napětí. Protože se změní pH, jsou bílkoviny a amfolyty mobilizovány ve směru elektrodové nádobky, která obsahuje přidané soli a procházejí detektorem

Dosažená separace vyjádřená jako ΔpI, závisí na gradientu pH (dpH / dx), počtu amfolytů s rozdílnou hodnotou pI, difuzním koeficientu stanovované látky (D), intenzitě elektrického pole (E) a změně elektroforetické pohyblivosti stanovované látky v závislosti na pH (-dμ / dpH)

Optimalizace

Hlavní parametry, které je třeba brat v úvahu při vývoji separace, jsou

Napětí. Při kapilární izoelektrické fokusaci se používá velmi vysoká intenzita elektrického pole, 300 V/cm až 1000 V/cm při fokusaci

Kapilára. Podle zvolené metody mobilizace musí být snížen nebo potlačen elektroosmotický tok. Ke snížení elektroosmotického toku slouží kapiláry s pokrytou vnitřní stěnou

Roztoky. Anodová nádobka je naplněna roztokem s pH nižším, než je pI nejkyselejšího amfolytu a katodová nádobka roztokem s pH vyšším, než je pI nejzásaditějšího amfolytu. Nejčastěji se používá kyselina fosforečná pro anodu a hydroxid sodný pro katodu

Přidání polymeru, jako je např. methylcelulosa, vede k potlačení proudění a elektroosmotického toku zvýšením viskozity. Jsou dostupné komerční amfolyty v mnoha rozsazích pH, které mohou být smíchány k získání rozšířené oblasti pH. Široké rozsahy pH jsou používány k odhadu izoelektrického bodu, zatímco užší rozsahy ke zvýšení správnosti. Kalibrace se provádí přiřazením migračního času izoelektrickému bodu pro sérii standardních bílkovin (se známými hodnotami izoelektrického bodu)

Pokud je to nutné, zabraňuje se sražení bílkovin během fokusace přidáním přísad, jako např. glycerolu, tenzidů, močoviny nebo obojetných iontů (zwitteriontů) do tlumivého roztoku. V závislosti na koncentraci však močovina denaturuje bílkoviny

Micelární elektrokinetická chromatografie (MEKC)

Princip

Při micelární elektrokinetické chromatografii se separace provádí v elektrolytovém roztoku, který obsahuje tenzid v koncentraci vyšší než kritická micelární koncentrace (cmc). Molekuly rozpuštěné látky jsou rozděleny mezi vodným tlumivým roztokem a pseudostacionární fázi tvořenou micelární podle jeho rozdělovacího koeficientu. Tato metoda tedy může být považována za kombinaci elektroforézy a chromatografie. Je to metoda, která může být použitá pro separaci jak neutrálních, tak nabitých látek při zachování účinnosti, rychlosti a instrumentální vhodnosti kapilární elektroforézy. Jedním z nejšíreji používaných tenzidů v MEKC je aniontový tenzid dodecylsíran sodný, ačkoli se také používají jiné, např. kationtové tenzidy, jako jsou soli cetyltrimethylamonné

Separační mechanismus je následující. Při neutrálním a alkalickém pH se tvoří silný elektroosmotický tok, který unáší ionty i neutrální molekuly separačního tlumivého roztoku směrem ke katodě. Pokud je jako tenzid použít dodecylsíran sodný, má elektroforetická migrace aniontových micel opačný směr, tj. k anodě. Výsledkem je, že celková rychlost migrace micel je zpomalená ve srovnání s objemovým tokem elektrolytu. V případě neutrálních rozpuštěných látek, kdy se stanovovaná látka může rozdělit mezi micely a vodný tlumivý roztok a nemá elektroforetickou pohyblivost, bude migrační rychlost stanovované látky záviset pouze na rozdělovacím koeficientu mezi micelou a vodným tlumivým roztokem. Na elektroforeogramu jsou píky nenabitých látek vždy mezi indikátorem elektroosmotického toku a indikátorem micel (čas ohraničený těmito dvěma píky se nazývá separační okno). Migrační rychlost elektricky nabitých látek závisí jak na rozdělovacím koeficientu mezi micelami a vodným tlumivým roztokem, tak na elektroforetické pohyblivosti v roztoku neobsahujícím micely

Jelikož separační mechanismus neutrálních a slabě ionizovaných látek je v MEKC v podstatě chromatografický, migrace látky a rozlišení mohou být vysvětleny termínem kapacitní faktor látky (k ) známý též jako kapacitní poměr (D_m), který je poměrem látkového množství rozpuštěných látek v micelách a látkového množství rozpuštěných látek v mobilní fázi. Pro neutrální látku je k' dán vztahem

v němž značí

t_r - migrační čas rozpuštěné látky,

t₀ - čas analýzy nezadržované složky (určí se nástřikem indikátoru elektroosmotického toku, který nevstupuje do micel, např. methanolu),

t_m - migrační čas micel (urči se nástřikem micelového indikátoru, jako je Sudan III, který migruje nepřetržitě absorbován micelami),

K - rozdělovací koeficient rozpuštěné látky,

V_s - objem micelární fáze,

V_m - objem mobilní fáze

Podobně je dáno rozlišení dvou těsně migrujících látek (R_s)

N - počet teoretických pater pro jednu z látek,

α - selektivita,

k _a, k _b - kapacitní faktory látek a, b

Podobně, ale ne identicky, jsou dány rovnice pro k' a R_s elektricky nabitých látek

Optimalizace

Hlavní parametry, které je třeba brát v úvahu při vývoji separace pomoci MEKC, jsou parametry instrumentální a parametry roztoku elektrolytu

Instrumentální parametry

Napětí. Čas separace je nepřímo úměrný vloženému napětí. Zvýšení napětí však může způsobit nadměrnou tvorbu tepla, které tvoří gradient teploty a viskozity v průřezu kapiláry. Tento jev může být významný při použití vysoce vodivých tlumivých roztoků, jakými jsou roztoky obsahující micely. Nedostatečný odvod tepla způsobuje rozšíření zón a snižuje rozlišení

Teplota. Změny teploty v kapiláře ovlivňuji rozdělovací koeficient látky mezi tlumivým roztokem a micelami, kritickou micelární koncentrací a viskozity tlumivého roztoku. Tyto parametry přispívají k migračnímu času rozpuštěných látek. Použiti dobrého chladicího systému zlepšuje reprodukovatelnost migračních časů rozpuštěných látek.

Kapilára. Stejně jako v kapilární elektroforéze ve volném roztoku ovlivňuji rozměry kapiláry (délka a vnitřní průměr), čas analýzy a účinnost separace. Prodloužení kapiláry snižuje intenzitu elektrického pole (při konstantním napětí), zvyšuje migrační čas a zvyšuje účinnost separace. Vnitřní průměr ovlivňuje odvod tepla (pro daný tlumivý roztok a intenzitu elektrického pole) a následně rozšíření zóny vzorku

- Parametry roztoku elektrolytu

Typ tenzidu a koncentrace. Typ tenzidu ovlivňuje, stejně jako stacionární fáze v chromatografii, rozlišení, neboť spoluurčuje selektivitu separace. Hodnota log k' neutrální látky vzrůstá lineárně s koncentrací tenzidu v mobilní fázi. Protože rozlišení při MEKC dosahuje maxima, když se k' přiblíží k hodnotě √ t_m / t, změna koncentrace tenzidu v mobilní fázi ovlivňuje dosažené rozlišení

pH tlumivého roztoku. Ačkoli pH neovlivňuje rozdělovací koeficient neionizovaných látek, může ovlivnit elektroosmotický tok v nepokryté kapiláře. Snížení pH tlumivého roztoku snižuje elektroosmotický tok, a tím zvyšuje rozlišení neutrálních látek při MEKC. Výsledkem je delší čas analýzy

Organická rozpouštědla. Pro zlepšení MEKC separace hydrofobních látek mohou být do roztoku elektrolytu přidaná organická rozpouštědla (methanol, propanol, acetonitril atd.). Přídavek těchto rozpouštědel obvykle snižuje migrační čas a selektivitu separace. Přídavek organických rozpouštědel ovlivňuje kritickou micelární koncentrací. Proto může být dána koncentrace tenzidu použitá pouze s určitou maximální koncentrací organického rozpouštědla, nad níž dochází k rozpadu micel. Rozpad micel v přítomnosti vysokého obsahu organického rozpouštědla neznamená vždy, že separace není dále možná, v některých případech tvoří hydrofobní interakce mezi monomerem iontového tenzidu a neutrálními látkami solvofobní komplexy, které mohou být separovány elektroforeticky

Přísady pro chirální separaci. Pro separaci chirálních látek použitím MEKC je v micelárním systému obsažen chirální selektor buď kovalentně vázány na tenzid, nebo přidaný do micelárního separačního média. Mezi micely tvořené molekulami, které obsahují skupiny s vlastnostmi chirálního selektoru, patří soli N-dodekanoyl-L aminokyselin, soli žlučových kyselin atd. Chirálního rozlišení může být také dosaženo přidáním chirálního selektoru, jako jsou cyklodextríny, do elektrolytového roztoku, který obsahuje micelizovaný achirální tenzid

Další přísady. Modifikace selektivity přidáním činidel do tlumivého roztoku může být prováděna různými způsoby. Přidání různých typů cyklodextrínů do tlumivého roztoku může být také použito k potlačení interakci hydrofobních látek s micelami a tím ke zvýšení selektivity pro tento typ látek

Ke zlepšení selektivity separace se při MEKC používá přídavku látek, které mohou ovlivnit interakci rozpuštěné látky s micelou adsorpcí na micely. Touto přísadou může být druhý tenzid (ionogenní nebo neionogenní), který způsobuje vznik směsných micel nebo kationty kovů, které se rozpouštějí v micelách a tvoří koordinační komplexy s rozpuštěnými látkami

Kvantitativní analýza

Plochy píků musí být vyděleny odpovídajícími migračními časy za vzniku korigovaných ploch, aby se kompenzoval posun migračních časů od analýzy k analýze, a tun zmenšil rozptyl odezvy,

rozdíl v odezvách složek vzorku s různými migračními časy

Pokud se použije vnitřní standard, ověří se, že žádny pík zkoumané látky není překryt píkem vnitřního standardu

Výpočty

Ze získaných hodnot se vypočte obsah stanovované složky nebo složek. Je-li předepsán procentuální obsah jedné nebo více složek zkoušené látky, vypočte se stanovením korigované plochy píku nebo píků jako procenta celkové korigované plochy všech píků, vyjma píků rozpouštědla nebo jakéhokoliv přidaného činidla (metoda normalizace). Doporučuje se použití automatického integračního systému (integrátoru nebo systému pro sběr a zpracování dat)

Způsobilost systému

Pro kontrolu chování systému kapilární elektroforézy se používají parametry způsobilosti systému. Výběr těchto parametrů závisí na použitém modu kapilární elektroforézy. Jsou to kapacitní faktor (k ) (pouze pro micelární elektrokinetickou chromatografii), počet teoretických pater (N), faktor symetrie píku (A_s) a rozlišení (R_s). V předchozích částech byly popsány teoretické výrazy pro N a R_s, ale dále jsou uvedeny praktičtější rovnice pro výpočet těchto parametrů z elektroforeogramů

Počet teoretických pater

Počet teoretických pater (N) se vypočte pomocí výrazu

v němž značí

t_i migrační čas nebo vzdálenost podél základní linie mezi bodem nástřiku a kolmicí spuštěnou z vrcholu sledovaného píku

w_h šířku píku v polovině jeho výšky

Rozlišení

Rozlišení (R_s) mezi píky dvou složek s podobnými výškami se vypočte pomocí výrazu

v němž značí

t_R1 a t_R2 - migrační časy nebo vzdálenosti podél základní linie mezi bodem nástřiku a kolmicemi spuštěnými z vrcholů dvou sousedních píků,

w_h1 a w_h2 - šířky píků v polovině jejich výšky

Pokud je to vhodné, může být rozlišení vypočteno změřením výšky sedla (H_v) mezi dvěma částečně rozdělenými píky porovnávacího roztoku a výšky menšího píku (H_p) a vypočtením poměru píku k sedlu

Faktor symetrie píku

Faktor symetrie píku (A_s) se vypočte ze vztahu

v němž značí

w_0,05 - šířka píku v jedné dvacetině jeho výšky,

d - vzdálenost mezi kolmicí spuštěnou z vrcholu píku a vzestupnou částí píku v jedné dvacetině jeho výšky

Jako parametry způsobilosti systému jsou uvedeny testy opakovatelnosti ploch (standardní odchylka ploch nebo poměrů ploch k migračním časům) a opakovatelnosti migračních časů (standardní odchylka migračních časů). Opakovatelnost migračních časů slouží jako test způsobilosti promývacího procesu kapiláry. Alternativním postupem, jak zabránit snížení opakovatelnosti migračních časů je použití relativních migračních časů vzhledem k vnitřnímu standardu

Pro stanovení příbuzných látek je vhodná zkouška ověření poměru signálu k šumu porovnávacího roztoku (nebo určení kvantitativního limitu)

Poměr signálu k šumu

Detekční limit odpovídá hodnotě poměru signálu k šumu rovné 3, kvantitativní limit hodnotě rovné 10

Poměr signálu k šumu (S/N) se vypočte ze vztahu

v němž značí

H - výšku píku odpovídajícího dané složce na elektroforeogramu předepsaného porovnávacího roztoku, měřená mezi vrcholem píku a extrapolovanou základní linií signálu. Signál se sleduje v rozsahu rovném dvacetinásobku šířky píku v polovině jeho výšky,

h - rozsah šumu na elektroforeogramu získaného při slepé zkoušce a zaznamenaného na vzdálenosti rovné dvacetinásobku šířky píku v polovině jeho výšky na elektroforeogramu předepsaného porovnávacího roztoku. Pokud je to možné, je tato vzdálenost situována rovnoměrně na obě strany od místa, kde by se tento pík nacházel

“

5. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.5 Stanovení obsahu, kapitola 2.5.5 zní:

„

2.5.5 Číslo peroxidové 

Číslo peroxidové I_P udává množství aktivního kyslíku v miliekvivalentech obsažené v peroxidické formě v 1000 g látky. Stanoví se metodami níže uvedenými.

Není-li metoda v článku specifikována, použije se metoda A. Jakékoliv změny metody A na metodu B mají být validovány.

Metoda A

5,00 g zkoušené látky (m g) se převede do 250ml kuželové baňky se zabroušenou skleněnou zátkou. Přidá se 30 ml směsi objemových dílů chloroformu R a kyseliny octové ledové R (2 + 3) a třepe se do rozpuštění látky. Potom se přidá 0,5 ml jodidu draselného nasyceného RS, třepe se přesně 1 min a pak se přidá 30 ml vody R. Titruje se thiosíranem sodným 0,01 mol/l VS, který se pomalu přidává za silného třepání do změny žlutého zbarvení na téměř bezbarvé. Potom se přidá 5 ml škrobu RS a pokračuje se v titraci (n₁ ml thiosíranu sodného 0,01 mol/l VS) za silného třepání do odbarvení. Za stejných podmínek se provede slepá zkouška (n₂ ml thiosíranu sodného 0,01 mol/l VS), při níž není spotřeba thiosíranu sodného 0,01 mol/l VS vyšší než 0,1 ml.

Číslo peroxidové se vypočítá podle vztahu:

Metoda B

Zkouška se provádí za ochrany před aktinickým světlem.

50 ml směsi objemových dílů trimethylpentanu R a kyseliny octové ledové R (2 + 3) se převede do kuželové baňky a uzavře se zátkou. Krouží se baňkou do rozpuštění zkoušené látky (m g; viz tabulka 2.5.5-1). Potom se vhodnou byretou přidá 0,5 ml jodidu draselného nasyceného RS a uzavře se zátkou. Roztok se nechá stát (60 ±1) s a potom se za důkladného rovnoměrného třepání přidá 30 ml vody R.

Tab. 2.5.5-1

Roztok se titruje thiosíranem sodným 0,01 mol/l VS (V₁ ml), který se postupně přidává za silného třepání do změny žlutého zbarvení jodu na téměř bezbarvé. Potom se přidá 0,5 ml škrobu RS1 a pokračuje se v titraci za stálého třepání, zvláště ke konci titrace, aby se uvolnil všechen jod z vrstvy rozpouštědla. Po kapkách se přidává thiosíran sodný, dokud se modré zbarvení právě neodbarví.

Podle spotřeby použitého thiosíranu sodného 0,01 mol/l VS, lze k titraci použít thiosíran sodný 0,1 mol/l VS.

Poznámka. Pro neutralizaci škrobového indikátoru, z důvodu oddělení horní vrstvy trimethylpentanu od vodné vrstvy, je doba nutná k přiměřenému promíchání rozpouštědla a vodné vrstvy a uvolnění zbytku jodu 15 s až 30 s pro číslo peroxidové 70 a vyšší. Doporučuje se použít thiosíran sodný 0,1 mol/l VS pro číslo peroxidové, jehož hodnota je vyšší než 150. Ke zpomalení separace fází a k snadnějšímu uvolňování jodu se může ke směsi přidat malé množství (0,5 % až 1,0 %) emulgátoru s vysokou hodnotou hydrofilně-lipofilní rovnováhy (HLB) (např. polysorbát 60).

Provede se slepá zkouška (V₀ ml). Je-li spotřeba odměrného roztoku vyšší než 0,1 ml, stanovení se opakuje s novými zkoumadly.

v němž značí:

c - koncentraci roztoku thiosíranu sodného v molech na litr.

“

6. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.5 Stanovení obsahu se za kapitolu 2.5.32 doplňuje kapitola 2.5.33 a kapitola 2.5.34, které znějí:

„

2.5.33 Celkové bílkoviny

Mnohé metody stanovení obsahu popsané v této kapitole mohou být provedeny za použití komerčně dostupných souprav.

Metoda 1

Bílkovina v roztocích absorbuje ultrafialové světlo při vlnové délce 280 nm, což je způsobeno přítomností aromatických aminokyselin ve struktuře bílkoviny, hlavně tyrosinu a tryptofanu. Tato vlastnost může být využita pro stanovení obsahu. Jestliže tlumivý roztok použitý k rozpuštění bílkoviny má vyšší absorbanci než voda, obsahuje rušicí látky. Toto rušení může být odstraněno použitím tlumivého roztoku jako kontrolní kapaliny, ale přesto mohou být výsledky ovlivněny, pokud rušicí látky mají vysokou absorbanci. Při nízkých koncentracích bílkovina adsorbovaná na kyvetu může výrazně snížit obsah bílkoviny v roztoku, což může být předem vyloučeno přípravou vzorků o vyšší koncentraci nebo použitím neionogenních detergentů při přípravě.

Zkoušený roztok. Vhodné množství zkoušené látky se rozpustí v předepsaném tlumivém roztoku tak, aby koncentrace bílkoviny v získaném roztoku byla v rozmezí 0,2 mg/ml až 2 mg/ml.

Porovnávací roztok. Připraví se roztok vhodné referenční látky pro stanovení bílkovin rozpuštěné ve stejném tlumivém roztoku a o stejné koncentraci bílkoviny jako zkoušený roztok.

Postup. Zkoušený roztok, porovnávací roztok a kontrolní kapalina se během této zkoušky udržují při stejné teplotě. Měří se absorbance (2.2.25) zkoušeného roztoku a porovnávacího roztoku v křemenných kyvetách při 280 nm proti předepsanému tlumivému roztoku jako kontrolní kapalině. K získání správných výsledků musí být odezva lineární v rozmezí koncentrací bílkoviny.

Rozptyl světla. Přesnost stanovení bílkoviny může být zmenšena rozptylem světla ve zkoušeném vzorku. Jestliže se bílkoviny v roztoku vyskytují jako částice srovnatelné velikostí s vlnovou délkou měřeného světla (250 nm až 300 nm), rozptyl světelných paprsků vyvolá vzrůst absorbance zkoušeného vzorku. Pro výpočet absorbance při 280 nm způsobené rozptylem světla se změří absorbance zkoušeného roztoku při vlnových délkách 320 nm, 325 nm, 330 nm, 335 nm, 340 nm, 345 nm a 350 nm. Sestrojí se závislost logaritmu získaných absorbancí proti logaritmu vlnových délek a sestrojí se kalibrační křivka proložením nejvhodnějších bodů lineární regresí. Křivka se extrapoluje k získání logaritmu absorbance při 280 nm. Antilogaritmus této hodnoty je absorbance přisuzovaná rozptylu světla. K získání hodnoty absorbance bílkoviny v roztoku se získané hodnoty korigují odečtením absorbance přisuzované rozptylu světla od celkové absorbance při 280 nm. Ke snížení vlivu rozptylu světla může být použita filtrace přes filtr (0,2 µm), který neadsorbuje bílkoviny, nebo vyčeření odstředěním, zvláště, je-li roztok nápadně zakalený.

Výpočty. Pro výpočet se použijí korigované hodnoty. Koncentrace bílkoviny ve zkoušeném roztoku (C_U) se vypočítá podle následujícího vztahu:

C_U = C_S(A_U / A_S),

v němž značí:

C_S - koncentraci bílkoviny v porovnávacím roztoku,

A_U - korigovanou absorbanci zkoušeného roztoku,

A_S - korigovanou absorbanci porovnávacího roztoku.

Metoda 2

Tato metoda (obvykle uváděná jako Lowryho stanovení) je založena na redukci fosfomolybdenan-wolframového směsného chromoforu bílkovinou ve zkoumadlu fosfomolybdenan-wolframovém, který vykazuje absorpční maximum při 750 nm. Zkoumadlo fosfomolybdenan-wolframové nejdříve reaguje se zbytky tyrosinu v bílkovině. Intenzita zbarvení je nejvyšší po 20min až 30min stání při pokojové teplotě, po této době se intenzita zbarvení postupně ztrácí.

Protože tato metoda je citlivá na rušicí látky, může se použít postup srážení bílkoviny ze zkoušeného vzorku. Většina rušicích látek vyvolává odbarvování, avšak naopak některé detergenty vyvolávají slabý růst intenzity zbarvení. Vysoké koncentrace solí mohou vyvolávat tvorbu sraženiny. Referenční látka a zkoušená bílkovina musí být shodné, protože různé druhy bílkovin mohou způsobit různou intenzitu zbarvení. Tam, kde je nutné oddělení rušicích látek od bílkoviny ve zkoušeném vzorku, je třeba před přípravou vzorku provést oddělení rušicích látek níže uvedeným postupem. Vliv rušicích látek může být minimalizován naředěním tak, aby koncentrace zkoušené bílkoviny zůstala dostatečná pro přesné měření.

K přípravě všech tlumivých roztoků a zkoumadel použitých v této metodě se použije voda destilovaná R. Zkoušený roztok. Vhodné množství zkoušené látky se rozpustí v předepsaném tlumivém roztoku tak, aby koncentrace získaného roztoku byla v rozmezí kalibrační křivky. Vhodný tlumivý roztok udržuje pH roztoku na hodnotě 10,0 až 10,5.

Porovnávací roztoky. Referenční látka pro stanovení bílkoviny se rozpustí v předepsaném tlumivém roztoku. Tento roztok se dále zředí stejným tlumivým roztokem tak, aby se získalo nejméně pět porovnávacích roztoků o koncentraci bílkoviny rovnoměrně rozložené ve vhodném rozmezí mezi 5 µg/ml a 100 µg/ml.

Kontrolní roztok. Použije se tlumivý roztok použitý k přípravě zkoušeného roztoku a porovnávacích roztoků. Zkoumadlo se síranem měďnatým. 100 mg síranu měďnatého R a 0,2 g vínanu sodného R se rozpustí ve vodě destilované R a zředí se jí na 50 ml. 10 g uhličitanu sodného bezvodého R se rozpustí ve vodě destilované R a zředí se jí na 50 ml. Pomalu za míchání se lije roztok uhličitanu sodného do roztoku síranu měďnatého. Použije se během 24 h. Alkalické zkoumadlo s mědí. Smíchají se objemové díly zkoumadla se síranem měďnatým, roztoku dodecylsíranu sodného R (50 g/l) a roztoku hydroxidu sodného R (32 g/l) (1 + 2 + 1). Uchovává se při pokojové teplotě a použije se během 2 týdnů.

Zkoumadlo fosfomolybdenan-wolframové zředěné. Smíchá se 5 ml zkoumadla fosfomolybdenan-wolframového R s 55 ml vody destilované R. Uchovává se v hnědé nádobě při pokojové teplotě.

Postup. K 1,0 ml každého porovnávacího roztoku, zkoušeného roztoku a kontrolního roztoku se přidá po 1,0 ml alkalického zkoumadla s mědí a promíchá se. Nechá se stát 10 min. Přidá se po 0,5 ml zkoumadla fosfomolybdenan-wolframového zředěného, promíchá se a nechá se stát 30 min při pokojové teplotě. Absorbance (2.2.25) roztoků se měří při 750 nm proti kontrolnímu roztoku.

Výpočty. Závislost absorbance na koncentraci bílkoviny je nelineární; avšak, je-li rozmezí koncentrací použitých k přípravě kalibrační křivky dostatečně malé, blíží se přímce. Vynesou se absorbance porovnávacích roztoků proti koncentracím bílkoviny a použitím lineární regrese se sestrojí kalibrační křivka, z níž se za použití naměřené absorbance odečte koncentrace bílkoviny ve zkoušeném roztoku.

Rušicí látky. V následujícím postupu se před stanovením ke zkoušenému vzorku přidává kyselina deoxycholová-trichloroctová k odstranění rušících látek vysrážením bílkovin; tento postup může být též použit k zahuštění bílkovin ze zředěných roztoků.

K 1 ml roztoku zkoušené látky se přidá 0,1 ml roztoku natriumdeoxycholatu R (1,5 g/l). Promíchá se vířivou míchačkou a nechá se stát 10 min při pokojové teplotě. Přidá se 0,1 ml roztoku kyseliny trichlorooctové R (720 g/l) a promíchá se vířivou míchačkou. Odstřeďuje se 30 min při 3000 g_n, kapalina se dekantuje a zbytek tekutiny se odstraní pipetou. Sbalená bílkovina se znovu rozpustí v 1 ml alkalického zkoumadla s mědí.

Metoda 3

Tato metoda (obvykle uváděná jako Bradfordovo stanovení) je založena na absorpčním posunu z 470 nm na 595 nm, který se získá, jestliže modř kyselá 90 se naváže na bílkovinu. Nejzřetelněji se modř kyselá 90 naváže na zbytky argininu a lysinu v bílkovině, což může vést ke změnám v odezvě obsahu různých bílkovin. Bílkovina použitá jako referenční látka musí být proto shodná se stanovovanou bílkovinou. Existuje relativně málo rušicích látek, ale je dávána přednost nepoužití detergentů a amfolytů ve zkoušeném vzorku. Silně alkalické vzorky mohou interferovat s kyselými zkoumadly.

K přípravě všech tlumivých roztoků a zkoumadel použitých v této metodě se použije voda destilovaná R. Zkoušený roztok. Vhodné množství zkoušené látky se rozpustí v předepsaném tlumivém roztoku tak, aby absorbance získaného roztoku byla v rozmezí kalibrační křivky.

Porovnávací roztoky. Referenční látka pro stanovení bílkoviny se rozpustí v předepsaném tlumivém roztoku. Tento roztok se zředí stejným tlumivým roztokem tak, aby se získalo nejméně pět porovnávacích roztoků o koncentraci bílkoviny rovnoměrně rozložené ve vhodném rozmezí mezi 0,1 mg/ml a 1 mg/ml.

Kontrolní roztok. Použije se tlumivý roztok použitý k přípravě zkoušeného roztoku a porovnávacích roztoků. Zkoumadlo s modří kyselou 90. 0,10 g modři kyselé 90 R se rozpustí v 50 ml lihu 96% R, přidá se 100 ml kyseliny fosforečné R, zředí se vodou destilovanou R na 1000 ml a promíchá se. Tento roztok se zfiltruje a uchovává se v hnědé nádobě při pokojové teplotě. Během uchovávání se pomalu vylučuje sraženina. Před použitím se roztok zfiltruje. Postup. K 0,100 ml každého porovnávacího roztoku, zkoušeného roztoku a kontrolního roztoku se přidá po 5 ml zkoumadla s modří kyselou 90 a promíchají se převracením. Je třeba se vyvarovat pěnění, které může ovlivnit reprodukovatelnost. Absorbance (2.2.25) roztoků se měří při 595 nm proti kontrolnímu roztoku.

Nepoužívají se křemenné kyvety, protože se barvivo váže na tento materiál. Výpočty. Závislost absorbance na koncentraci bílkoviny je nelineární; avšak, je-li rozmezí koncentrací použitých k přípravě kalibrační křivky dostatečně malé, blíží se přímce. Vynesou se absorbance porovnávacích roztoků proti koncentracím bílkoviny a použitím lineární regrese se sestrojí kalibrační křivka, z níž za použití absorbance se odečte koncentrace bílkoviny ve zkoušeném roztoku.

Metoda 4

Tato metoda (obvykle uváděná jako stanovení obsahu kyselinou bicinchoninovou neboli BCA) je založena na redukci měďnatých iontů (Cu²⁺) na měďné (Cu⁺) bílkovinou. Zkoumadlo BCA se používá k detekci měďných iontů. Reakci ruší některé látky. Vliv rušicích látek může být snížen zředěním tak, aby koncentrace zkoušené bílkoviny zůstala dostatečná pro přesné měření. Alternativně se může použít k odstranění rušicích látek postup srážení bílkoviny uvedený v metodě 2. Referenční látka a zkoušená bílkovina musí být stejné, protože různé druhy bílkovin reagují různou barevnou intenzitou.

K přípravě všech tlumivých roztoků a zkoumadel použitých v této metodě se použije voda destilovaná R. Zkoušený roztok. Vhodné množství zkoušené látky se rozpustí v předepsaném tlumivém roztoku tak, aby koncentrace roztoku byla v rozmezí koncentrací porovnávacích roztoků.

Porovnávací roztoky. Referenční látka pro stanovení bílkoviny se rozpustí v předepsaném tlumivém roztoku. Tento roztok se zředí stejným tlumivým roztokem tak, aby se získalo nejméně pět porovnávacích roztoků o koncentraci bílkoviny rovnoměrně rozložené ve vhodném rozmezí mezi 10 µg/ml a 1200 µg/ml.

Kontrolní roztok. Použije se tlumivý roztok použitý k přípravě zkoušeného roztoku a porovnávacích roztoků. BCA zkoumadlo. 10 g dinatriumbicinchoninatu R, 20 g uhličitanu sodného monohydrátu R, 1,6 g vínanu sodného R, 4 g hydroxidu sodného R a 9,5 g hydrogenuhličitanu sodného R se rozpustí ve vodě destilované R. Je-li třeba, upraví se pH roztokem hydroxidu sodného R nebo roztokem hydrogenuhličitanu sodného R na hodnotu 11,25, zředí se vodou destilovanou R na 1000 ml a promíchá se.

BCA zkoumadlo s mědí. Smíchá se 1 ml roztoku síranu měďnatého R (40 g/l) s 50 ml BCA zkoumadla. Postup. 0,1 ml každého porovnávacího roztoku, zkoušeného roztoku a kontrolního roztoku se smíchá se 2 ml BCA zkoumadla s mědí. Roztoky se udržují 30 min při 37 °C, zaznamená se čas a směs se ochladí na pokojovou teplotu. Do 60 min od konce inkubace se měří absorbance (2.2.25) porovnávacích roztoků a zkoušeného roztoku v křemenných kyvetách při 562 nm proti kontrolnímu roztoku. Po ochlazení roztoků na pokojovou teplotu se intenzita zbarvení pravidelně zvyšuje.

Výpočty. Závislost absorbance na koncentraci bílkoviny je nelineární; avšak, je-li rozmezí koncentrací použitých k přípravě kalibrační křivky dostatečně malé, blíží se přímce. Vynesou se absorbance porovnávacích roztoků proti koncentracím bílkoviny a použitím lineární regrese se sestrojí kalibrační křivka, z níž se za použití naměřené absorbance odečte koncentrace bílkoviny ve zkoušeném roztoku.

Metoda 5

Tato metoda (obvykle uváděna jako biuretové stanovení obsahu) je založena na interakci měďnatých iontů (Cu²⁺) s bílkovinou v alkalickém roztoku; výsledná absorbance se měří při 545 nm. Tato zkouška vykazuje minimální rozdíly mezi ekvivalentem IgG a vzorky albuminu. Přidání hydroxidu sodného a zkoumadla biuretového jako složeného zkoumadla, nedostatečné promíchání po přídavku hydroxidu sodného a nebo nadbytečná doba mezi přídavkem hydroxidu sodného a přídavkem zkoumadla biuretového mohou způsobit u vzorků IgG vyšší odezvu než u vzorků albuminu. K minimalizaci vlivu rušicích látek na stanovení bílkovin se může použít metoda kyseliny trichlorooctové u zkoušených vzorků s obsahem bílkoviny nižším než 500 µg/ml.

K přípravě všech tlumivých roztoků a zkoumadel použitých v této metodě se použije voda destilovaná R. Zkoušený roztok. Vhodné množství zkoušené látky se rozpustí v roztoku chloridu sodného R (9 g/l) tak, aby koncentrace roztoku byla v rozmezí koncentrací porovnávacích roztoků.

Porovnávací roztoky. Referenční látka pro stanovení bílkoviny se rozpustí v roztoku chloridu sodného R (9 g/l). Tento roztok se zředí roztokem chloridu sodného R (9 g/l) tak, aby se získaly nejméně tři porovnávací roztoky o koncentraci bílkoviny rovnoměrně rozložené ve vhodném rozmezí mezi 0,5 mg/ml a 10 mg/ml. Kontrolní roztok. Použije se roztok chloridu sodného R (9 g/l).

Zkoumadlo biuretové. 3,46 g síranu měďnatého R se rozpustí v 10 ml horké vody destilované R a nechá se ochladit (roztok A). 34,6 g citronanu sodného R a 20,0 g uhličitanu sodného bezvodého R se rozpustí v 80 ml horké vody destilované R a nechá se ochladit (roztok B). Roztoky A a B se smíchají a zředí se vodou destilovanou R na 200 ml. Použije se během 6 měsíců. Zkoumadlo nelze použít, jestliže se zakalí nebo obsahuje-li sraženinu.

Postup. K jednomu objemovému dílu zkoušeného roztoku se přidá stejný objemový díl roztoku hydroxidu sodného R (60 g/l) a promíchá se. Ihned se přidá zkoumadlo biuretové, odpovídající 0,4 objemovým dílům zkoušeného roztoku, a rychle se promíchá. Nechá se stát nejméně 15 min při 15 °C až 25 °C. Během 90 min po přidání biuretového zkoumadla se měří absorbance (2.2.25) porovnávacích roztoků a zkoušeného roztoku v maximu při 545 nm proti kontrolnímu roztoku. Pro výpočet obsahu bílkoviny se nepoužije žádný z roztoků, který měl zákal nebo sraženinu. Výpočet. Závislost absorbance na koncentraci bílkoviny je téměř lineární v daném rozmezí koncentrací bílkoviny v porovnávacích roztocích. Vynesou se absorbance porovnávacích roztoků proti koncentracím bílkoviny a použitím lineární regrese se sestrojí kalibrační křivka. Vypočítá se korelační koeficient kalibrační křivky. Vhodný systém je takový jehož přímka má korelační koeficient nejméně 0,99. Z kalibrační křivky se za použití naměřené absorbance odečte koncentrace bílkoviny ve zkoušeném roztoku.

Rušicí látky. Aby se minimalizoval vliv rušicích látek, může se bílkovina ze zkoušené látky srážet takto: 0,1 objemového dílu roztoku kyseliny trichlorooctové R (500 g/l) se přidá k 1 objemovému dílu zkoušeného roztoku, supernatantní tekutina se odstraní, sraženina se rozpustí v malém množství hydroxidu sodného 0,5 mol/l RS. Tento roztok se použije k přípravě zkoušeného roztoku.

Metoda 6

Tato fluorimetrická metoda je založena na derivatizaci bílkoviny s o-ftalaldehydem, který reaguje s primárními aminy bílkoviny (N-terminální aminokyseliny a ε-aminoskupiny lysinových zbytků). Citlivost zkoušky může být zvýšena hydrolýzou bílkoviny provedenou před přídavkem o-ftalaldehydu. Hydrolýza umožňuje α-aminoskupinám obsaženým v aminokyselinách reagovat se zkoumadlem ftalaldehydovým. Tato metoda vyžaduje velmi malá množství bílkoviny. Je nutné se vyvarovat nebo vyloučit primární aminy, jako např. trometamol a tlumivé roztoky s aminokyselinami, protože reagují se zkoumadlem ftalaldehydovým. Amoniak při vysoké koncentraci reaguje s ftalaldehydem. Reagují-li aminy s ftalaldehydem, je získaná fluorescence nestabilní. Použití automatizovaného postupu ke standardizaci tohoto postupu může zlepšit správnost a přesnost zkoušky.

K přípravě všech tlumivých roztoků a zkoumadel použitých v této metodě se použije voda destilovaná R. Zkoušený roztok. Vhodné množství zkoušené látky se rozpustí v roztoku chloridu sodného R (9 g/l) tak, aby koncentrace roztoku byla v rozmezí koncentrací porovnávacích roztoků. Před přidáním zkoumadla ftalaldehydového se upraví pH na hodnotu 8 až 10,5.

Porovnávací roztoky. Referenční látka pro stanovení bílkoviny se rozpustí v roztoku chloridu sodného R (9 g/l). Tento roztok se zředí roztokem chloridu sodného R (9 g/l) tak, aby se získalo nejméně pět porovnávacích roztoků o koncentraci bílkoviny rovnoměrně rozložené ve vhodném rozmezí mezi 10 µg/ml a 200 µg/ml. Před přidáním zkoumadla ftalaldehydového se upraví pH na hodnotu 8 až 10,5. Kontrolní roztok. Použije se roztok chloridu sodného R (9 g/l).

Tlumivý roztok boritanový. 61,83 g kyseliny borité R se rozpustí ve vodě destilované R, upraví se pH roztokem hydroxidu draselného R na hodnotu 10,4, zředí se vodou destilovanou R na 1000 ml a promíchá se.

Ftalaldehydový zásobní roztok. 1,20 g ftaldialdehydu R se rozpustí v 1,5 ml methanolu R, přidá se 100 ml tlumivého roztoku boritanového a promíchá se. Přidá se 0,6 ml roztoku lauromakrogolu 23 R (300 g/l) a promíchá se. Uchovává se při pokojové teplotě a použije se během tří týdnů.

Zkoumadlo ftalaldehydové. K 5 ml ftalaldehydového zásobního roztoku se přidá 15 µl 2-merkaptoethanolu R. Připraví se nejméně 30 min před použitím. Použije se během 24 h.

Postup. 10 µl zkoušeného roztoku a po 10 µl každého z porovnávacích roztoků se smíchá s 0,1 ml zkoumadla ftalaldehydového a nechá se stát 15 min při pokojové teplotě. Přidají se 3 ml hydroxidu sodného 0,5 mol/l RS a promíchá se. Měří se intenzity fluorescence (2.2.21) porovnávacích roztoků a zkoušeného roztoku při excitační vlnové délce 340 nm a emisní vlnové délce v rozmezí 440 nm až 455 nm. Fluorescence daného vzorku se měří jen jednou, neboť záření snižuje intenzitu fluorescence.

Výpočty. Závislost fluorescence na koncentraci bílkoviny je lineární. Vynesou se intenzity fluorescence porovnávacích roztoků proti koncentracím bílkoviny a použitím lineární regrese se sestrojí kalibrační křivka. Z kalibrační křivky a z intenzity fluorescence zkoušeného roztoku se stanoví koncentrace bílkoviny ve zkoušeném roztoku.

Metoda 7

Tato metoda je založena na dusíkové analýze jako prostředku stanovení bílkovin. Rušení způsobené přítomností dalších látek obsahujících dusík ve zkoušené látce může ovlivnit stanovení bílkoviny touto metodou. Metodou stanovení dusíku se vzorek během analýzy rozkládá, ale metoda není omezena na přítomnost bílkoviny ve vodných prostředích. Postup A. Provede se postupem uvedeným ve zkoušce Dusík mineralizací s kyselinou sírovou (2.5.9), nebo se použije komerčně dostupné zařízení pro stanovení dusíku podle Kjeldahla.

Postup B. Komerčně dostupné zařízení lze použít pro dusíkovou analýzu. Nejpoužívanější instrumentální metodou je pyrolýza (tj. spalování vzorku v kyslíku při teplotách blížících se 1000 °C), při které z dusíku přítomného ve zkoušené látce vznikají oxid dusnatý (NO) a další oxidy dusíku (NO_X). Některá zařízení mění oxidy dusíku na dusík (plyn), který se stanovuje termálně vodivostním detektorem. Jiná zařízení míchají oxid dusnatý (NO) s ozonem (O₃) za vzniku excitovaného oxidu dusičitého (NO₂^*), který při rozpadu emituje světlo a může být stanoven chemiluminiscenčním detektorem. Referenční bílkovina, která je relativně čistá a složením se shoduje se zkoušenými bílkovinami, se používá k optimalizaci nástřiků a parametrů pyrolýzy a k dosažení konzistence při analýze.

Výpočty. Koncentrace bílkoviny se vypočítá dělením obsahu dusíku ve vzorku o známé koncentraci obsahu bílkoviny. Známý obsah dusíku bílkoviny může být stanoven z chemického složení bílkoviny nebo porovnáním s vhodnou referenční látkou.

2.5.34 Kyselina octová v syntetických peptidech 

Provede se kapalinová chromatografie (2.2.29).

Zkoušený roztok. Připraví se způsobem popsaným v článku.

Porovnávací roztok. Připraví se roztok kyseliny octové ledové R (0,10 g/l) ve směsi objemových dílů mobilní fáze B a mobilní fáze A (5 + 95).

Chromatografický postup se obvykle provádí za použití:

- nerezové ocelové kolony délky 0,25 m a vnitřního průměru 4,6 mm naplněné silikagelem oktadecylsilanizovaným pro chromatografii R (5 µm),

- mobilní fáze s průtokovou rychlostí 1,2 ml/min:

- mobilní fáze A - 0,7 ml kyseliny fosforečné R se zředí vodou R na 1000 ml; pH se upraví hydroxidem sodným koncentrovaným RS na hodnotu 3,0,

- mobilní fáze B - methanol R2,

- spektrofotometrického detektoru, 210 nm.

Nastříkne se 10 µl porovnávacího roztoku a 10 µl zkoušeného roztoku. Na získaných chromatogramech je retenční čas kyseliny octové 3 min až 4 min. Základní linie představuje strmý vzestup po začátku lineárního gradientu, který odpovídá eluci peptidu z kolony. Stanoví se obsah kyseliny octové v peptidu.

“

7. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.6 Biologické zkoušky, kapitola 2.6.14 zní:

„2.6.14 Bakteriální endotoxiny

Zkouška na bakteriální endotoxiny se používá k důkazu nebo stanovení endotoxinů pocházejících z gramnegativních bakterií za použití lyzátu z amebocytů ostrorepa (Limulus polyphemus nebo Tachypleus tridentatus). Ke zkoušce se používají tři metody: gelová, která je založena na tvorbě gelu, turbidimentrická, založená na vývoji zákalu po vazbě endogenního substrátu, a chromogenní, založená na vývoji zbarvení po vazbě se syntetickým peptidochromogenním komplexem.

V této stati je popsáno šest metod:

Metoda A. Gelová metoda: limitní zkouška

Metoda B. Gelová metoda: semikvantitativní zkouška

Metoda C. Turbidimetrická kinetická metoda

Metoda D. Chromogenní kinetická metoda

Metoda E. Chromogenní metoda konečného bodu

Metoda F. Turbidimetrická metoda konečného bodu

Zkouška se provede kteroukoli ze šesti metod. V případě nejistého nebo sporného výsledku, není-li v článku uvedeno jinak, se učiní konečné rozhodnutí podle metody A.

Zkouška se provádí způsobem, který vylučuje kontaminaci endotoxinem.

Zařízení

Z veškerého skla a ostatního tepelně odolného zařízení se endotoxin odstraní validovaným postupem v horkovzdušném sterilizátoru. Obvykle používaný minimální čas a teplota jsou 30 min a 250 °C. Používají-li se zařízení z plastu, jako např. mikrotitrační destičky a pipetovací špičky k automatickým pipetám, použije se materiál, který je prokazatelně prostý detegovatelného endotoxinu a interferujících účinků.

Poznámka. V této stati jsou označením zkumavka míněny všechny druhy nádob, včetně jamek mikrotitrační destičky.

Příprava zásobního roztoku standardního endotoxinu

Připravuje se z referenčního standardního endotoxinu, který byl kalibrován proti mezinárodnímu standardu, např. referenční endotoxin BRP.

Účinnost endotoxinu se vyjadřuje v mezinárodních jednotkách. Hodnotu účinnosti mezinárodního standardu v mezinárodních jednotkách vyhlašuje Světová zdravotnická organizace.

Poznámka. Jedna mezinárodní jednotka (m.j.) endotoxinu se rovná jedné endotoxinové jednotce (e.j.).

Příprava a uchovávání zásobního roztoku standardního endotoxinu se provádí postupem uvedeným v příbalové informaci a v označení na obalu.

Příprava roztoků standardního endotoxinu

Zásobní roztok standardního endotoxinu se silně protřepe a připraví se z něho odpovídající sériová ředění ve vodě pro zkoušku na bakteriální endotoxiny (voda pro BET).

Ředění se použijí co nejdříve, aby se zabránilo poklesu účinnosti způsobenému adsorpcí.

Příprava roztoků ke zkoušení

Roztoky ke zkoušení se připraví rozpuštěním nebo naředěním účinné látky nebo léčivého přípravku ve vodě pro BET. Některé látky nebo přípravky je vhodnější rozpouštět nebo ředit v jiných vodných roztocích. Je-li třeba, upraví se pH zkoušeného roztoku nebo jeho ředění tak, aby pH směsi lyzátu a zkoušeného roztoku bylo v rozmezí stanoveném výrobcem lyzátu. To je u přípravků obvykle v rozsahu pH 6,0 až 8,0; pH je možno upravit kyselinou, zásadou nebo vhodným tlumivým roztokem podle doporučení výrobce lyzátu. Kyseliny a zásady se mohou připravit z koncentrátů nebo z pevné látky a vody pro BET v nádobách prostých detegovatelného endotoxinu. Tlumivé roztoky se validují, že neobsahují detegovatelný endotoxin ani interferující faktory.

Stanovení nejvyššího účinného ředění

Nejvyšší účinné ředění (MVD) je nejvyšší přípustné ředění vzorku, ve kterém ještě lze stanovit limitní koncentraci endotoxinu MVD. Vypočítá podle vzorce:

Limitní koncentrace endotoxinu. Pro účinné látky k parenterálnímu podání se limitní koncentrace endotoxinu vypočítá na základě dávky ze vzorce:

v němž značí:

K - prahovou pyrogenní dávku endotoxinu na kilogram tělesné hmotnosti za hodinu,

M - nejvyšší doporučenou dávku přípravku na kilogram tělesné hmotnosti za hodinu.

Limitní koncentrace endotoxinu se u účinných látek pro parenterální podání v článcích uvádí v jednotkách, jako např. m.j./ml, m.j./mg, m.j./j. biologické účinnosti.

Koncentrace zkoušeného roztoku:

- v mg/ml, jestliže limitní koncentrace endotoxinu je uvedena na hmotnost (m.j./mg),

- v m.j./ml, jestliže limitní koncentrace endotoxinu je uvedena na jednotku biologické účinnosti (m.j./j.),

- v ml/ml, jestliže limitní koncentrace endotoxinu je uvedena na objem (m.j./ml).

λ - deklarovaná citlivost lyzátu naměřená gelovou metodou (m.j./ml) nebo nejnižší koncentrace endotoxinu použitá při přípravě standardní křivky turbidimetrickou nebo chromogenní metodou.

GELOVÁ METODA (METODY A a B)

Gelová metoda umožňuje detekci nebo kvantitativní stanovení endotoxinů a spočívá ve vysrážení lyzátu v přítomnosti endotoxinů. Koncentrace endotoxinů, která způsobí vysrážení lyzátu za standardních podmínek, je deklarovaná citlivost lyzátu. Pro ověření přesnosti a validity zkoušky se ověří citlivost lyzátu a provede se zkouška na interferující faktory, jak je popsáno v části 1. Předběžné zkoušení.

1. PŘEDBĚŽNÉ ZKOUŠENÍ

(i) Ověření deklarované citlivosti lyzátu

Před použitím ve zkoušce se deklarovaná citlivost λ, vyjádřená v m.j./ml, ověří na čtyřech vzorcích. Ověření citlivosti lyzátu se provede v případě, že se použije nová šarže lyzátu nebo dojde-li ke změně podmínek zkoušky, které by mohly ovlivnit její výsledek.

Naředěním zásobního roztoku standardního endotoxinu vodou pro BET se připraví nejméně čtyři koncentrace referenčních roztoků odpovídající 2λ, λ, 0,5λ a 0,25λ.

Jeden objem roztoku lyzátu se smíchá se stejným objemem jednoho z ředění referenčního roztoku (např. objemy 0,1 ml) ve zkumavce. Jestliže se použijí zkumavky nebo ampule s obsahem lyofilizovaného lyzátu pro jednu zkoušku, přidají se roztoky přímo do zkumavky nebo do ampule. Směs se inkubuje za konstantních podmínek doporučených výrobcem lyzátu (obvykle (37 ±1) °C, (60 ±2) min) za vyloučení vibrací. Zkouška celistvosti gelu: každá ze čtyř zkumavek se vyjme z termostatu a otočí plynulým pohybem vzhůru o 180°. Jestliže se vytvořil pevný gel, který po otočení zkumavky zůstane na místě, hodnotí se výsledek jako pozitivní. Výsledek je negativní, jestliže nevznikne celistvý gel.

Zkoušku nelze hodnotit, jestliže nejnižší koncentrace referenčních roztoků dává ve všech zkumavkách negativní výsledek.

Konečný bod je poslední pozitivní výsledek v sériových ředěních endotoxinu. Vypočítá se průměrná hodnota logaritmů koncentrací konečného bodu a poté antilogaritmus průměrné hodnoty pomocí následujícího vzorce:

v němž značí:

Ʃe - součet logaritmů koncentrací konečného bodu použitých řad ředění,

ƒ - počet zkumavek.

Geometrický průměr koncentrací konečných bodů je naměřená citlivost roztoku lyzátu (m.j./ml). Jestliže je výsledek v rozmezí 0,5λ až 2λ, je deklarovaná citlivost potvrzena a používá se ve zkouškách s tímto lyzátem.

(ii) Zkouška na interferující faktory

Připraví se roztoky A, B, C a D podle tabulky 2.6.14-1 a použijí se zkoušené roztoky v ředění nižším než MVD tak, aby neobsahovaly detegovatelné množství endotoxinů a provede se zkouška postupem uvedeným v části 1. Předběžné zkoušení, (i) Ověření deklarované citlivosti lyzátu.

Geometrický průměr koncentrací konečných bodů roztoků B a C se stanoví za použití pojmů uvedených v části 1. Předběžné zkoušení, (i) Ověření deklarované citlivosti lyzátu.

Zkouška na interferující faktory se opakuje, jestliže nastaly nějaké změny v experimentálních podmínkách, které pravděpodobně ovlivní výsledek zkoušky.

Tab. 2.6.14-1

Roztok A - roztok zkoušeného přípravku bez detegovatelných endotoxinů,

Roztok B - zkouška na interferující faktory,

Roztok C - kontrola deklarované citlivosti lyzátu,

Roztok D - negativní kontrola (voda pro BET).

Zkoušku lze hodnotit, jestliže v žádné zkumavce roztoků A a D nedojde k reakci a výsledek v roztoku C potvrdí deklarovanou citlivost lyzátu.

Jestliže citlivost lyzátu stanovená v roztoku B není nižší než 0,5λ a není vyšší než 2λ, zkoušený roztok v daných podmínkách neobsahuje interferující faktory. Jinak roztok interferuje se zkouškou.

Jestliže přípravek interferuje v podmínkách zkoušky a jeho ředění je nižší než MVD, zkouška na přítomnost interferujících látek se opakuje s vyšším ředěním, které však nepřesahuje MVD. Použití lyzátu o vyšší citlivosti umožňuje vyšší ředění zkoušeného přípravku a to může přispět k vyloučení interference.

Interference může být odstraněna vhodným postupem, jako je filtrace, neutralizace, dialýza nebo zahřátí. Průkaz, že zvoleným postupem byly účinně odstraněny interferující faktory bez ztráty endotoxinů, se provede opakovanou zkouškou na interferující faktory s tím, že se ke zkoušenému přípravku přidá standardní endotoxin a pak se provede zvolený postup.

2. LIMITNÍ ZKOUŠKA (METODA A)

(i) Postup

Připraví se roztoky A, B, C a D podle tabulky 2.6.14-2 a zkouška se provede postupem uvedeným v části 1. Předběžné zkoušení, (i) Ověření deklarované citlivosti lyzátu.

Tab. 2.6.14-2

Připraví se roztoky A a B (pozitivní kontrola vzorku) v ředění nepřesahujícím MVD a použijí se postupy uvedené v části 1. Předběžné zkoušení (ii) Zkouška na interferující faktory. Roztoky B a C (pozitivní kontroly) obsahují standardní endotoxin v koncentraci odpovídající dvojnásobku deklarované citlivosti lyzátu. Roztok D (negativní kontrola) obsahuje vodu pro BET.

(ii) Hodnocení

Zkoušku lze hodnotit, jestliže ve všech zkumavkách pozitivních kontrolních roztoků B a C je pozitivní výsledek a v obou zkumavkách negativního kontrolního roztoku D je negativní výsledek.

Zkoušený přípravek vyhovuje podmínkám zkoušky, jestliže v obou zkumavkách roztoku A je negativní výsledek.

Jestliže je v obou zkumavkách roztoku A výsledek pozitivní, pak:

- je-li zkoušený přípravek naředěn na hodnotu MVD, nevyhovuje zkoušce,

- je-li zkoušený přípravek naředěn na nižší hodnotu než je MVD, zkouška se opakuje s ředěním nepřesahujícím MVD.

Zkouška se opakuje, jestliže je v jedné ze zkumavek roztoku A zjištěn pozitivní výsledek a ve druhé zkumavce výsledek negativní. Zkoušený přípravek vyhovuje zkoušce, je-li při opakování v obou zkumavkách roztoku A negativní výsledek.

3. SEMIKVANTITATIVNÍ ZKOUŠKA (METODA B)

(i) Postup

Ve zkoušce se stanoví množství bakteriálních endotoxinů ve zkoušeném roztoku titrací do konečného bodu. Připraví se roztoky A, B, C a D podle tabulky 2.6.14-3 a zkouška se provede postupem uvedeným v části 1. Předběžné zkoušení (i) Ověření deklarované citlivosti lyzátu.

Tab 2.6.14-3

Roztok A - zkoušený roztok v ředění nepřevyšujícím MVD, se kterým byla provedena zkouška na interferující faktory. Další ředění zkoušeného roztoku nesmí přesáhnout MVD. Použije se voda pro BET a připraví se dvě řady ředění: 1, 1/2, 1/4 a 1/8 ve vztahu k ředění, se kterým byla provedena zkouška na interferující faktory. Je-li to vhodné, použijí se další ředění,

Roztok B - roztok A obsahující standardní endotoxin v koncentraci 2λ (pozitivní kontrola přípravku),

Roztok C - dvě řady zkumavek s vodou pro BET obsahující standardní endotoxin v koncentraci 2λ, 1λ, 0,5λ a 0,25λ,

Roztok D - voda pro BET (negativní kontrola).

(ii) Výpočet a hodnocení

Zkoušku lze hodnotit, jestliže jsou splněny následující tři podmínky:

(a) obě zkumavky roztoku D (negativní kontrola) jsou negativní,

(b) obě zkumavky roztoku B (pozitivní kontrola) jsou pozitivní,

(c) geometrický průměr koncentrace roztoku C v konečném bodu je v rozmezí 0,5λ až 2λ.

Pro stanovení koncentrace endotoxinu v roztoku A se vypočítá koncentrace konečného bodu v každé řadě ředění vynásobením faktoru ředění každého konečného bodu citlivosti lyzátu (λ).

Koncentrace endotoxinu ve zkoušeném roztoku je geometrický průměr koncentrací konečného bodu ve zkumavkách (viz vyjádření uvedené v části 1 Předběžné zkoušení, (i) Ověření deklarované citlivosti lyzátu). Jestliže byl zkoušený roztok ředěn, vypočítá se koncentrace endotoxinu v původním roztoku vynásobením výsledku ředicím faktorem.

Nedává-li žádné ředění zkoušeného roztoku pozitivní výsledek a zkoušku lze hodnotit, označí se koncentrace endotoxinu jako nižší než λ (nebo byl-li zkoušen ředěný vzorek, jako λ × nejnižší ředicí faktor vzorku). Jsou-li všechna ředění pozitivní, koncentrace endotoxinu se zaznamená jako rovná nebo vyšší než nejvyšší ředicí faktor násobený λ (např. podle Tab. 2.6.14-3, počáteční ředicí faktor × 8 × λ).

Přípravek vyhovuje požadavkům zkoušky, jestliže koncentrace endotoxinu je nižší než koncentrace uvedená v jednotlivém článku.

FOTOMETRICKÉ METODY (METODY C, D, E a F)

1. TURBIDIMENTRICKÉ METODY (METODY C a F)

U těchto metod se fotometricky měří vzestup zákalu. Podle požitého principu se tyto metody označují jako turbidi-metrická zkouška konečného bodu nebo turbidimetrická kinetická zkouška.

Turbidimetrická zkouška konečného bodu (Metoda F) je založena na kvantitativním poměru mezi koncentrací endotoxinu a zákalem (absorbance nebo transmitance) reakční směsi na konci inkubační doby.

Turbidimetrická kinetická zkouška (Metoda C) měří buďto čas (začátek času) potřebný k tomu, aby reakční směs dosáhla předem stanovené absorbance, nebo rychlost vývoje zákalu.

Zkouška se provádí při teplotě inkubace doporučené výrobcem lyzátu (obvykle 37 °C ±1 °C).

2. CHROMOGENNÍ METODY (METODY D a E)

U těchto metod se měří chromofor uvolněný z vhodného chromogenního peptidu při reakci endotoxinů s lyzátem. Podle použitého principu se tyto metody označují jako chromogenní zkouška konečného bodu nebo chromogenní kinetická zkouška.

Chromogenní zkouška konečného bodu (Metoda E) je založena na kvantitativním poměru mezi koncentrací endotoxinu a množstvím uvolněného chromoforu v závěru inkubace.

Chromogenní kinetická zkouška (Metoda D) měří buďto čas (začátek času) potřebný k tomu, aby reakční směs dosáhla předem stanovené absorbance, nebo rychlost vývoje zbarvení.

Zkouška se provádí při teplotě inkubace doporučené výrobcem lyzátu (obvykle 37 °C ±1 °C).

3. PŘEDBĚŽNÉ ZKOUŠENÍ

K zajištění přesnosti nebo platnosti turbidimetrických a chromogenních zkoušek se provádějí předběžná zkoušení, aby se zajistilo, že kritéria pro standardní křivku jsou vhodná a že zkoušený roztok ve zkoušce neinterferuje.

Validace zkoušky se požaduje, když byla učiněna jakákoliv změna experimentálních podmínek, která pravděpodobně ovlivní výsledek zkoušky.

(i) Zajištění kritérií pro standardní křivku

K přípravě nejméně tří koncentrací pro standardní křivku se použije roztok standardního endotoxinu. Zkouška se provede nejméně ve třech zkumavkách každého ředění standardního endotoxinu tak, jak je doporučeno výrobcem lyzátu (poměry objemu, inkubační čas, teplota, pH atd.)

Jestliže je v kinetické metodě požadováno rozmezí vyšší než 2 log, musí se doplnit další standardy k podpoře logaritmického zvýšení v průběhu standardní křivky.

Absolutní hodnota korelačního koeficientu | r | musí být vyšší nebo rovna 0,980 pro rozmezí koncentrací endotoxinu uvedených výrobcem lyzátu.

(ii) Zkouška na interferující faktory

Zvolí se koncentrace endotoxinu ve středu nebo v blízkosti střední hodnoty endotoxinové standardní křivky.

Připraví se roztoky A, B, C a D, jak je uvedeno v tabulce 2.6.14-4. Zkouška se provede nejméně na dvojici zkumavek těch roztoků, které doporučuje výrobce lyzátu (objem zkoušeného roztoku a roztoku lyzátu, vzájemný poměr objemu zkoušeného roztoku a roztoku lyzátu, inkubační čas atd.).

Tab. 2.6.14-4

Roztok A - zkoušený roztok ředěný nejvýše na MVD,

Roztok B - zkoušený přípravek ve stejném ředění jako roztok A obsahující endotoxin, jehož koncentrace se rovná nebo se blíží střední hodnotě standardní křivky,

Roztok C - roztok standardního endotoxinu v koncentraci, která byla použita při validaci metody postupem uvedeným v části 3. Předběžné zkoušení, (i) Zajištění kritérií pro standardní křivku (pozitivní kontroly),

Roztok D - voda pro BET (negativní kontrola).

Odečtením průměrné koncentrace endotoxinu (byla-li naměřena) v roztoku od koncentrace endotoxinu v roztoku, ke kterému byl endotoxin přidán se vypočítá průměrná hodnota záchytu přidaného endotoxinu.

Zkoušený roztok se považuje za prostý interferujících faktorů, jestliže v podmínkách zkoušky je naměřená koncentrace endotoxinu, přidaného ke zkoušenému roztoku, po odečtení jakéhokoli množství endotoxinu detegovaného v roztoku, ke kterému nebyl přidán endotoxin v rozmezí 50 % až 200 % koncentrace přidaného endotoxinu.

Je-li záchyt endotoxinu mimo stanovený rozsah, je nutno odstranit interferující faktory postupem popsaným v části Gelová metoda 1. Předběžné zkoušení, (ii) Zkouška na interferující faktory. Účinnost ošetření se ověří opakováním zkoušky na interferující faktory.

4. ZKOUŠENÍ

(i) Postup

Postupuje se, jak je uvedeno v části 3. Předběžné zkoušení, (ii) Zkouška na interferující faktory.

(ii) Výpočet

Vypočítá se koncentrace endotoxinu pro každou zkumavku roztoku A pomocí standardní křivky připravené ze série pozitivních kontrol, roztok C.

Zkoušku lze hodnotit, jestliže jsou splněny tři následující podmínky:

(a) výsledek v roztoku D (negativní kontrola) nepřesahuje limit slepého vzorku uvedený v popisu pro použitý lyzát,

(b) výsledky série pozitivních kontrol, roztok C, vyhovují požadavkům pro validaci uvedených v části 3. Předběžné zkoušení, (i) Zajištění kritérií pro standardní křivku (pozitivní kontroly),

(c) záchyt endotoxinu, vypočítaný z koncentrace endotoxinu nalezené v roztoku B po odečtení koncentrace endotoxinu nalezené v roztoku A, je v rozmezí 50 % až 200 %.

(iii) Hodnocení

Zkoušený přípravek vyhovuje, jestliže průměrná koncentrace endotoxinu ve zkumavkách roztoku A po opravě naředění a koncentrace je nižší než limit endotoxinu pro přípravek.

5. ZKOUMADLA

(i) Roztok lyzátu

Lyzát z amebocytů se rozpustí ve vodě pro BET nebo v tlumivém roztoku podle doporučení výrobce lyzátu opatrným mícháním. Rekonstituovaný lyzát se uchovává v lednici nebo zmražený podle návodu výrobce.

(ii) Amebocytový lyzát

Lyzát z amebocytů je lyofilizovaný přípravek, který se získává z lyzátu amebocytů ostrorepů (Limulus polyphemus nebo Tachypleus tridentatus). Toto zkoumadlo se vztahuje pouze na přípravky vyrobené v souladu s nařízeními odpovědné autority.

Lyzát z amebocytů reaguje po přidání endotoxinu s některými ß-glukany. Dostupné jsou též lyzáty, které nereagují s glukany; jsou připraveny odstraněním G faktoru reagujícího s glukany nebo inhibicí amebocytového systému, který reaguje s faktorem G. Tyto přípravky se mohou použít ve zkoušce na endotoxin v přítomnosti glukanů.

(iii) Voda pro BET (voda pro zkoušku na bakteriální endotoxiny)

Voda pro BET je voda pro injekce R nebo voda připravená jinými postupy, která nedává reakci s lyzátem použitým k detekci limitu zkoumadla.

Následující část je uvedena pro informaci a jen jako návod; netvoří závaznou část obecných metod.

Zkouška na bakteriální endotoxiny: pokyny

1. Úvod

Endotoxiny pocházející z gramnegativních bakterií jsou nejčastější příčinou toxických reakcí vyplývajících z kontaminace farmaceutických přípravků pyrogenními látkami; pyrogenní účinnost endotoxinů je mnohem vyšší než účinnost jiných pyrogenních látek. Endotoxiny jsou lipopolysacharidy. Ačkoli množství pyrogenních látek s odlišnou strukturou je malé, obecně platí, že nepřítomnost bakteriálních endotoxinů v přípravku je známkou absence pyrogenních složek za předpokladu, že lze vyloučit přítomnost neendotoxinových pyrogenních látek.

Přítomnost endotoxinu v přípravku může být zakryta faktory interferujícími s reakcí mezi amebocytárním lyzátem a endotoxiny. Proto analytik, chce-li nahradit zkoušku na pyrogenní látky na králících, která je požadována lékopisným článkem, zkouškou na endotoxiny, musí prokázat, že dotyčný přípravek lze zkoušet validovaným způsobem; to může obsahovat postup na odstranění interferujících faktorů.

Jak je uvedeno ve zkoušce na bakteriální endotoxiny, je třeba mít dostatečné informace o následujících dvou aspektech dříve, než bude zkouška se vzorkem uznána za validovanou:

1.1 Prokáže se vhodnost materiálů ke zkoušce. Musí se zajistit nepřítomnost endotoxinu ve vodě pro BET a v ostatních zkoumadlech a musí kontrolovat citlivost lyzátu, aby se potvrdila citlivost deklarovaná výrobcem.

1.2 Protože zkoušený přípravek může ve zkoušce interferovat, přezkouší se citlivost lyzátu v nepřítomnosti i v přítomnosti zkoušeného přípravku. Mezi oběma hodnotami citlivosti se nezjistí signifikantní rozdíl.

Zkouška na bakteriální endotoxiny (2.6.14) vyjmenovává metody na odstranění interferujících faktorů; v případě interference se po použití takové metody provede jiná zkouška, aby se ověřilo, zda se interference neutralizovala nebo odstranila.

V tomto dodatku jsou vysvětleny důvody pro požadavky obsažené ve zkoušce na bakteriální endotoxiny, dále je pojednáno o odečítání a interpretaci výsledků.

Nahrazení zkoušky na pyrogenní látky na králících v lékopisném článku zkouškou s lyzátem z amebocytů je v podstatě použitím alternativní analytické metody, a proto vyžaduje validaci. Některé pokyny k jejímu provedení jsou uvedeny v části 11.

V článku příslušného přípravku je uvedena referenční metoda na stanovení endotoxinů, není-li tato metoda uvedena, použije se metoda A. Je-li použita jiná než referenční metoda, musí laboratorní pracovník prokázat, že je tato metoda vhodná pro daný přípravek a jsou jí dosaženy konzistentní výsledky jako s metodou referenční (viz též část 13).

2. Metoda

Přidání endotoxinů k lyzátu z amebocytů může skončit vznikem zákalu, sraženiny nebo gelu; pouze vznik gelu byl v lékopise použit jako rozhodující kritérium u prvního typu zkoušky na bakteriální endotoxiny. Výhodou byla jednoduchost založená na rozhodnutí, zda přípravek vyhovuje nebo nevyhovuje na základě prostým okem patrné přítomnosti nebo nepřítomnosti gelu. Kvantitativní metody uvedené jako metody C, D, E a F byly vyvinuty později: vyžadují více přístrojového vybavení, ale dají se snadněji automatizovat pro správné zkoušení velkého počtu vzorků jednoho přípravku.

Endotoxiny se mohou adsorbovat na povrch zkumavek nebo pipet z určitých plastů nebo typů skla. Uvolnění látek z plastických materiálů může vyvolat interferenci. Proto se mají používané materiály kontrolovat; složení následujících šarží zkumavek nebo pipet se mohou mírně lišit, a proto se doporučuje, aby laboratorní pracovník opakoval takové zkoušky před použitím nové šarže materiálů.

Rozhodnutí použít zkoušku na bakteriální endotoxiny jako limitní zkoušku je dáno tím, že za prvé musí být definována prahová koncentrace endotoxinu pro zkoušený přípravek a za druhé, že cílem zkoušky je znát, zda-li je koncentrace endotoxinu v přípravku pod nebo nad hranicí této prahové hodnoty. Kvantitativními metodami C, D, E a F je možné stanovit koncentraci endotoxinu ve zkoušeném vzorku, ale pro soulad s lékopisem a v rutinní kontrole jakosti je konečná otázka, zda tato koncentrace je nebo není vyšší než požadovaný limit.

Při stanovování prahové koncentrace endotoxinu u zkoušeného přípravku je nutno brát zřetel na dávku přípravku: práh má být určen tak, aby zajistil pokud je koncentrace endotoxinu v přípravku pod prahovou hodnotou, že ani nejvyšší dávka podaná zamýšleným způsobem za hodinu neobsahuje dostatek endotoxinu k vyvolání toxické reakce.

Jestliže je koncentrace endotoxinu v přípravku přesně rovna prahové hodnotě, vznikne gel, jako v případě, kdy je koncentrace endotoxinu mnohem vyšší a přípravek nevyhoví zkoušce, protože nelze rozlišit mezi koncentrací přesně se rovnající prahové koncentraci a mezi koncentrací vyšší. Pouze v případě, kdy nevznikne gel, může analytik rozhodnout, že koncentrace endotoxinu je pod prahovou koncentrací.

U pevných přípravků je třeba prahovou koncentraci endotoxinu na jednotku hmotnosti nebo mezinárodní jednotku přípravku převést na koncentraci endotoxinu v mililitru zkoušeného roztoku, neboť zkoušku lze provádět pouze u roztoků. Přípravky, které existují pouze v tekutém stavu, jako jsou infuzní roztoky, jsou uvedeny dále.

Limitní koncentrace endotoxinu: limitní koncentrace endotoxinu pro účinnou látku podávanou parenterálně se definuje na základě dávky a vypočítá se podle vzorce:

v němž značí:

K - prahovou pyrogenní dávku endotoxinu na kilogram tělesné hmotnosti za hodinu,

M - nejvyšší doporučenou dávku přípravku na kilogram tělesné hmotnosti za hodinu.

Limitní koncentrace endotoxinu závisí na druhu přípravku a jeho způsobu podání a je uvedena v jednotlivých článcích. Hodnoty K jsou uvedeny v tabulce 2.6.14-5.

Tab. 2.6.14-5

Které ředění přípravku se má použít ve zkoušce, aby byla naprostá jistota, že negativní výsledek zkoušky znamená, že koncentrace endotoxinu v přípravku je nižší než limitní koncentrace endotoxinu a že pozitivní výsledek znamená, že lyzát detegova! koncentraci endotoxinu rovnou nebo vyšší, než je limitní koncentrace endotoxinu? Toto ředění závisí na limitní koncentraci endotoxinu a na citlivosti lyzátu: označuje se jako nejvyšší účinné ředění (MVD) a tato hodnota se může vypočítat ze vzorce:

Koncentrace zkoušeného roztoku:

- v mg/ml, jestliže limitní koncentrace endotoxinu je stanovena na hmotnost (m.j./mg),

- v mj./ml, jestliže limitní koncentrace endotoxinu je stanovena na jednotku biologické účinnosti (m.j./j.),

- v ml/ml, jestliže limitní koncentrace endotoxinu je stanovena na objem (m.j./ml).

λ je deklarovaná citlivost lyzátu naměřená gelovou metodou (m.j./ml) nebo nejnižší koncentrace endotoxinu použitá při přípravě standardní křivky turbidimetrickou nebo chromogenní metodou.

Jestliže hodnota nejvyššího účinného ředění není celým číslem, pak je možno pro rutinní účel zvolit odpovídající celé číslo nižší než je MVD (čímž je míněno připravit roztok přípravku, který je méně zředěn, než uvádí MVD). V tomto případě negativní výsledek zkoušky ukazuje, že koncentrace endotoxinu v přípravku se nachází pod hladinou limitní hodnoty. Je-li však koncentrace endotoxinu v přípravku v takovéto zkoušce nižší než ELC, ale dostatečně vysoká k tomu, aby při reakci s lyzátem došlo k tvorbě gelu, může být zkouška hodnocena za těchto podmínek jako pozitivní. Tudíž, je-li zkouška s tímto „vhodným“ ředicím faktorem pozitivní, je nutno přípravek ředit na MVD a zkoušku opakovat. V jakémkoli případě pochybností nebo sporu se použije MVD.

To zdůrazňuje důležitost ověření citlivosti lyzátu.

Příklad

Zkouší se roztok sodné soli fenytoinu, obsahující 50 mg/ml (zamýšlený pro intravenózní podání). Stanoví se MVD za použití následujících proměnných:

M - nejvyšší lidská dávka = 15 mg na kilogram hmotnosti za hodinu,

c - 50 mg/ml,

K - 5 m.j. endotoxinu na kilogram za hodinu v mezinárodních jednotkách,

λ - 0,4 m.j. endotoxinu v mililitru.

Řešení:

Pro rutinní zkoušení tohoto přípravku je vhodné ředit 1 ml zkoušeného roztoku na 20 ml (MVD/2 zaokrouhleno na nejbližší menší celé číslo). Je-li však zkouška pozitivní, bude analytik muset ředit 1 ml na 41,67 ml a opakovat zkoušku. Ředění na 41,67 ml je rovněž nutné, jestliže se zkouškou má ukončit spor.

3. Referenční materiál

Referenční endotoxin BRP je určen pro použití jako porovnávací přípravek. Byl přezkoušen proti mezinárodnímu standardu endotoxinu a jeho účinnost je vyjádřena v mezinárodních jednotkách endotoxinu v jedné lahvičce. Mezinárodní jednotka endotoxinu je definována jako specifická účinnost obsažená v definovaném množství mezinárodního standardu.

Pro rutinní účely je možno použít jiný přípravek endotoxinu, jestliže byl přezkoušen proti mezinárodnímu standardu endotoxinu nebo endotoxinu BRP ajeho účinnost je vyjádřena v mezinárodních jednotkách endotoxinu.

Poznámka: Jedna mezinárodní jednotka (m.j.) endotoxinu je rovna jedné endotoxinové jednotce (e.j,).

4. Voda pro BET

Zkoušení na nepřítomnost endotoxinu v této látce zkouškou na pyrogenní látky na králíku bylo vyloučeno z praktických a teoretických důvodů:

4.1 Zkouška na králíku není dostatečně citlivá, aby mohla detegovat endotoxin ve vodě pro BET, určené ke zkoušení přípravků s velice nízkou limitní koncentrací endotoxinu.

4.2 Relativně nízká přesnost teplotní odpovědi u králíka vede k opakování na mnoha králících.

4.3 Termíny „pyrogenní látky“ a „endotoxiny“ označují skupiny látek, které nejsou zcela totožné.

Text zkoušky na bakteriální endotoxiny ukazuje, že i jiná metoda, než je trojnásobná destilace, se může použít k přípravě vody pro BET. Reverzní osmóza byla použita s dobrým výsledkem; někteří analytici mohou dávat přednost vodě destilované více než třikrát. V každém případě musí použitá metoda zaručit, že výsledný produkt je prost zjistitelných endotoxinů.

5. Hodnota pH směsi

Ve zkoušce na bakteriální endotoxiny je nejvhodnější pH 6,0 až 8,0. Po přidání lyzátu ke vzorku může však dojít k poklesu pH.

6. Validace lyzátu

Při přípravě roztoku lyzátu je důležité se řídit návodem výrobce.

Poslední pozitivní ředění u gelové metody A a B se převedou na logaritmy. Důvodem toho je grafické znázornění rozložení četnosti těchto logaritmických hodnot, které dává obvykle normální distribuční křivku mnohem vyrovnanější než je distribuční rozložení ředicích faktorů jako takových; v podstatě jde o tak podobné hodnoty, že je přijatelné použít normální frekvenční distribuci jako matematický model a stanovit interval spolehlivosti Studentovým t-testem.

7. Předběžná zkouška na interferující faktory

Některé přípravky nelze přímo zkoušet na přítomnost endotoxinu, protože je nelze smíchat se zkoumadly, nelze u nich upravit hodnotu pH v rozmezí 6,0 až 8,0 nebo inhibují nebo aktivují tvorbu gelu. Proto je nutno provést předběžnou zkoušku na zjištění přítomnosti interferujících faktorů: jsou-li nalezeny, pak analytik prokáže, že postup použitý k jejich odstranění byl dostatečně účinný.

Předmětem předběžného zkoušení je nulová hypotéza, že citlivost lyzátu v přítomnosti zkoušeného přípravku se signifikantně neliší od citlivosti lyzátu bez přítomnosti vzorku. Jednoduché kritérium je použito v metodě A a B: nulovou hypotézu lze přijmout, jestliže citlivost lyzátu v přítomnosti přípravku je nejméně poloviční a nejvýše dvojnásobná, než je citlivost lyzátu samotného.

Klasickým způsobem se stanoví průměrné hodnoty logaritmů ředicích faktorů lyzátu pro citlivost s přípravkem a bez něho a vypočítá se rozdíl mezi oběma průměrnými hodnotami Studentovým t-testem.

Zkouška na interferující faktory v gelových metodách A a B vyžaduje použití vzorku přípravku, u něhož nebyla zjištěna přítomnost endotoxinu. To představuje teoretický problém, když se má zkoušet zcela nový přípravek. V důsledku různých přístupů byly navrženy kvantitativní metody C, D, E a F.

8. Odstranění interferujících faktorů

Postupy k odstranění interference nemají ani zvyšovat, ani snižovat množství endotoxinu ve zkoušeném přípravku (např. adsorbcí). Správný způsob, jak toto ověřit, je, že se do zkoušky zařadí vzorek přípravku, ke kterému se přidá známé množství endotoxinu a poté se měří zpětně koncentrace endotoxinu.

Metody C a D. Jestliže zkoušený přípravek vykazuje interferenci, kterou nelze odstranit klasickými metodami, je možné provést standardní křivku se stejným typem přípravku zbaveným endotoxinů vhodným způsobem, nebo ředěním přípravku. Zkouška na endotoxiny se provede porovnáním s touto standardní křivkou.

Zjistilo se, že ve většině případů je vhodná účinná ultrafiltrace na asymetrických membránových filtrech z triaceta-tcelulosy. Filtry mají být patřičně validovány, protože v některých případech mohou deriváty celulosy (ß-D-glykany) způsobovat falešně pozitivní výsledky.

Polysulfonové filtry, uvedené v dřívějším textu, byly shledány nevhodnými, protože někteří uživatelé při jejich použití získali falešně pozitivní výsledky.

9. Poslání kontrol

Účelem kontroly vody pro BET a referenčního přípravku endotoxinu ve dvojnásobné koncentraci, než je vyznačená citlivost lyzátu, je ověřit aktuální citlivost lyzátu v podmínkách zkoušky. Účelem negativní kontroly je ověřit nepřítomnost měřitelné koncentrace endotoxinu ve vodě pro BET.

Pozitivní kontrola, která obsahuje zkoušený přípravek v koncentraci použité ve zkoušce, je zařazena proto, aby byla prokázána nepřítomnost interferujících faktorů v průběhu a v podmínkách prováděné zkoušky.

10. Hodnocení a interpretace výsledků

Nepatrné množství endotoxinu ve vodě pro BET nebo v některém jiném zkoumadle nebo materiálu, jemuž je vystaven lyzát při zkoušce, nemusí být zjištěno, pokud nedosáhne limitu citlivosti lyzátu. Může však zvyšovat množství endotoxinu v roztoku se zkoušeným přípravkem právě na hranici hodnoty citlivosti lyzátu a způsobit pozitivní reakci.

Riziko tohoto případu lze snížit přezkoušením vody pro BET a ostatních zkoumadel a materiálů s co nejcitlivějším lyzá-tem, který je dostupný, nebo s takovým, který je citlivější než je lyzát použitý pro zkoušený přípravek. Ani takto nelze zcela vyloučit riziko falešně pozitivního výsledku. Tento postup má být zařazen, aby byla zajištěna bezpečná interpretace výsledků oproti případu falešně negativního výsledku, který může vést k propuštění nevyhovujícího přípravku a tím k ohrožení zdraví pacienta.

11. Náhrada zkoušky na pyrogenní látky na králících zkouškou na endotoxiny

V článcích na přípravky pro parenterální použití, které mohou obsahovat toxická množství bakteriálních endotoxinů, se požaduje buď zkouška na pyrogenní látky na králících, nebo zkouška na bakteriální endotoxiny. Obecně platné je:

11.1  V každém jednotlivém článku, je-li požadována zkouška, je uvedena pouze jedna, buď na pyrogenní látky, nebo na endotoxiny.

11.2  Naopak, v případě nejistoty je upřednostněna zkouška na bakteriální endotoxiny, neboť zajišťuje stejnou nebo lepší ochranu pacienta.

11.3  Předtím, než se do článku zařadí zkouška na bakteriální endotoxiny, požaduje se důkaz, že jedna ze zkoušek popsaných v kapitole 2.6.14 se může uspokojivě použít u zkoušeného přípravku.

11.4  Nezbytné informace jsou požadovány od výrobců. Ti jsou vyzváni, aby předložili všechny údaje o validacích, které mají k dispozici a které se týkají využití zkoušky na bakteriální endotoxiny u látek a daných složení. Tyto údaje zahrnují přípravu vzorku a všechny postupy k odstranění interferujících faktorů. K tomu ještě musí být k dispozici všechny podobné výsledky ze zkoušky na pyrogenní látky na králících, které mohou přispět k jistotě, že náhrada zkoušky na pyrogenní látky zkouškou na endotoxiny je vhodná.

Doplňující požadavky jsou definovány v následujících částech.

12. Použití jiné zkoušky na bakteriální endotoxiny než zkoušky předepsané v článku

Jestliže je v článku předepsána zkouška na bakteriální endotoxiny a není specifikována žádná ze šesti metod (A až F) popsaných v kapitole (2.6.14), byla pro přípravek validována metoda A, gelová-limitní zkouška. Je-li specifikovaná jedna z ostatních metod (B až F), je to ta, která byla pro tento přípravek validována.

13. Validace alternativních metod

Náhrada zkoušky na pyrogenní látky na králících zkouškou na bakteriální endotoxiny nebo náhrada již předepsané nebo vyplývající metody na bakteriální endotoxiny jinou metodou se považuje za použití alternativní metody místo lékopisné zkoušky, jak je uvedeno v Obecných zásadách:

„Zkoušky na čistotu a stanovení obsahu nebo účinnosti popsané v lékopisu jsou oficiální metody, na nichž jsou založeny lékopisné normy. Se souhlasem oprávněné autority se pro kontrolní účely mohou použít alternativní analytické metody za předpokladu, že bude dosaženo shody s metodami oficiálními. V případě pochybností nebo sporu jsou rozhodující pouze oficiální metody analýzy“.

Pro validaci metod na bakteriální endotoxiny jiných než obsažených nebo uvedených v článku, jsou navrženy následující postupy.

13.1  Postupy, materiály a zkoumadla použité ve zkoušce se mají validovat, jak je příslušnou zkoušku popsáno.

13.2  Přítomnost interferujících faktorů (a v případě nutnosti postup pro jejich odstranění) se má zkoušet na vzorkách z nejméně tří výrobních šarží. Je nutno pamatovat na to, že u metody D a E, které používají chromogenní peptid, jsou nutná zkoumadla, která nejsou třeba u metod A, B, C a F a proto vyhovující výsledek naměřený metodou A, B, C nebo F nelze vztáhnout na metodu D nebo E bez dalšího zkoušení.

14. Validace zkoušky pro nové přípravky

Postupy uvedené v částech 13.1 a 13.2 se použijí u všech nových přípravků pro parenterální podání, které se mají zkoušet na přítomnost bakteriálních endotoxinů podle požadavků lékopisu.“

8. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.6 Biologické zkoušky, kapitola 2.6.21 zní:

„

2.6.21 Techniky amplifikace nukleových kyselin

1 Úvod

Techniky amplifikace nukleových kyselin jsou založeny na dvou rozdílných přístupech:

1. amplifikace cílové sekvence nukleové kyseliny používající např. polymerasovou řetězovou reakci (PCR), ligasovou řetězovou reakci (LCR) nebo izotermální amplifikaci ribonukleové kyseliny (RNK),

2. amplifikace hybridizačního signálu, používající např. pro kyselinu deoxyribonukleovou metodu tzv. větvené DNK (bDNK). V tomto případě se amplifikace signálu docílí bez vystavení nukleové kyseliny opakovaným amplifikačním cyklům.

V této obecné stati se jako referenční technika popisuje metoda PCR. Mohou se používat alternativní metody, pokud splňují dále popsané požadavky na kvalitu.

2 Rozsah působnosti

Tato stať zavádí požadavky na přípravu vzorku, na amplifikaci sekvencí DNK in vitro a na detekci specifického produktu PCR. Za pomoci PCR se mohou detegovat definované sekvence DNK. Rovněž sekvence RNK se mohou detegovat po reverzní transkripci RNK na komplementární DNK (cDNK) a následné amplifikaci.

3 Princip metody

PCR je postup umožňující in vitro specifickou amplifikaci segmentů DNK nebo segmentů RNK po jejich reverzní transkripci na cDNK.

Po denaturaci dvouřetězcové DNK na jednořetězcovou DNK se dva syntetické oligonukleotidové primery opačné polarity přihybridizují k odpovídajícím komplementárním sekvencím DNK, která má být amplifikována. Krátké dvouřetězcové úseky, které jsou výsledkem specifického párování mezi primery a komplementární sekvencí DNK, ohraničují segment DNK, který bude amplifikován a slouží jako výchozí body pro syntézu DNK in vitro pomocí tepelně stabilní DNK polymerasy.

Amplifikace DNK probíhá v cyklech, které tvoří:

- tepelná denaturace nukleové kyseliny (cílové sekvence) na dva jednoduché řetězce;

- specifické přihybridizování primerů k cílové sekvenci za vhodných reakčních podmínek;

- prodloužení primerů, které jsou navázány na oba jednoduché řetězce, DNK polymerasou při vhodné teplotě (syntéza DNK).

Opakované cykly tepelné denaturace, přihybridizování primerů a syntéza DNK vedou k exponenciální amplifikaci segmentu DNK omezeného primery.

Specifický produkt PCR, známý jako amplikon, může být detegován různými metodami s vhodnou specifitou a citlivostí.

4 Zkoušený materiál

Z důvodu vysoké citlivosti metody PCR je nutno vzorky optimálně chránit před vnější kontaminací cílovými sekvencemi. Vzorkování, uchovávání a doprava zkoušeného materiálu se provádějí za podmínek minimalizujících degradaci cílové sekvence. Pro cílové sekvence RNK je třeba zvláštní opatrnost, neboť RNK je vysoce citlivá na degradaci ribonukleasami. Je třeba věnovat pozornost i tomu, že některá přidávaná zkoumadla, jako jsou antikoagulancia nebo konzervační látky, mohou interferovat v postupu zkoušky.

5 Zkušební metoda

5.1 Zamezení kontaminace

Riziko kontaminace vyžaduje přísné oddělení prostor podle zpracovávaného materiálu a používané technologie. Faktory, které je třeba uvážit, jsou pohyb personálu, pracovní oděv, pohyb materiálu, větrání a dekontaminační postupy. Systém se má rozdělit do několika oddělení, jako jsou např.:

- hlavní míchací prostor, prostor, kde se zachází výhradně s materiály neobsahujícími matrice (jako jsou např. primery, tlumivé roztoky atp.),

- pre-PCR-prostor (prostor, kde se zachází se zkoumadly, vzorky a kontrolami),

- PCR-amplifikace (s amplifikovaným materiálem se zachází v uzavřeném systému),

- detekce post-PCR (jediný prostor, kde se zachází s amplifikovaným materiálem v otevřeném systému).

5.2 Příprava vzorku

Při přípravě vzorku se cílová sekvence pro amplifikaci extrahuje nebo uvolňuje ze zkoušeného materiálu účinným a reprodukovatelným způsobem tak, aby bylo možné provést amplifikaci za zvolených reakčních podmínek. Mohou se použít různé způsoby fyzikálně-chemické extrakce a/nebo obohacovací metody. Přísady přítomné ve zkoušeném materiálu mohou interferovat s PCR. Pro kontrolu nepřítomnosti inhibitorů pocházejících ze zkoušeného materiálu se použijí postupy uvedené v odstavci 7.3.2.

V případě matric RNK je třeba zabránit působení ribonukleasy.

5.3 Amplifikace

Amplifikace cílové sekvence metodou PCR se provádí opakovanými cykly v optimalizovaných podmínkách (teplotní profil pro denaturaci dvouřetězcové DNK, přihybridizování primerů a jejich prodlužování, inkubační časy při zvolených teplotách, rychlost nabíhání zvolených teplot).

Tyto podmínky závisejí na různých parametrech, jako jsou:

- délka a složení bází primerů a cílových sekvencí;

- typ DNK polymerasy, složení tlumivého roztoku a reakční objemy použité pro amplifikaci;

- typ použitého termocykleru a koeficient teplotní vodivosti mezi přístrojem, reakční zkumavkou a reagující tekutinou.

5.4 Detekce

Amplikon vytvořený metodou PCR se může identifikovat velikostí, sekvencí, chemickou modifikací nebo kombinací těchto parametrů. Charakterizace na základě velikosti se může dosáhnout gelovou elektroforézou (použije se vrstva agarosového nebo polyakrylamidovéno gelu nebo kapilární elektroforéza) nebo chromatografií na koloně (např. HPLC). Charakterizace na základě složení sekvencí se může provést specifickou hybridizací vzorků majících komplementární sekvence k cílové sekvenci nebo štěpením amplifikovaného materiálu restrikčním enzymem ve specifických místech pro cílovou sekvenci. Charakteristika chemickou modifikací se může provést např. inkorporací fluoroforu do amplikonu a následnou detekcí fluorescence po excitaci.

Detekce amplikonů se může provést použitím značených vzorků, umožňujících následnou radioizotopovou nebo imunoenzymatickou detekci.

6 Hodnocení a interpretace výsledků

Výsledky jsou platné pouze tehdy, jsou-li pozitivní kontroly jednoznačně pozitivní a negativní kontroly jednoznačně negativní. Vysoká citlivost metody PCR a potenciální riziko kontaminace vyžaduje potvrdit pozitivní výsledky dvojím opakováním celého zkušebního postupu, pokud možno s novým množstvím vzorku. Vzorek se považuje za pozitivní, jestliže alespoň jedna z opakovaných zkoušek je pozitivní.

7 Jištění jakosti

7.1 Validace systému zkoušky PCR

Validační program zahrnuje validaci přístrojů a validaci použitých metod PCR. Doporučení jsou obsažena v Předpisu ICH (hlava Q2B) Validace analytických metod: Metodologie.

Vhodné národní referenční přípravky nebo pracovní referenční přípravky se kalibrují proti mezinárodnímu standardu na cílové sekvence, pro které bude zkouška používána, a tato kalibrace je nezbytná pro validaci PCR zkoušky.

Při validaci se stanoví pozitivní limitní hodnota. Pozitivní limitní hodnota je definována jako minimální počet cílových sekvencí v objemu vzorku, které mohou být detegovány v 95 % zkušebních sérií. Pozitivní limitní hodnota závisí na vzájemně souvisejících faktorech, jako jsou objem extrahovaného vzorku a účinnost extrakční metody, přepis cílové RNK na cDNK, amplifikační postup a detekce.

Pro stanovení detekčního limitu zkušebního systému se uvede odkaz na pozitivní limitní hodnotu pro každou cílovou sekvenci a provedení zkoušky nad a pod tímto bodem.

7.2 Kontrola jakosti zkoumadel

Všechna zkoumadla potřebná pro metodiku se kontrolují dříve, než se běžně použijí. Jejich vhodnost nebo nepřijatelnost je dána předem definovanými kritérii jakosti.

Primery jsou klíčovou složkou zkoušky PCR a je nutné věnovat pečlivou pozornost jejich složení, čistotě a validaci jejich použití ve zkoušce PCR. Každá nová šarže primeru se před přijetím zkouší na specificitu, amplifikační účinnost a inhibiční nečistoty. Primery mohou být modifikovány (např. konjugací s fluoroforem nebo antigenem), aby umožnily použití specifické metody detekce amplikonu, a to za předpokladu, že tyto modifikace neinhibují přesnost a účinnost amplifikace cílové sekvence.

7.3 Průběžná kontrola

7.3.1 Vnější kontroly

Ke snížení rizika kontaminace a zajištění dostatečné citlivosti jsou do každé PCR zkoušky zařazeny následující vnější kontroly:

- pozitivní kontrola: obsahuje definovaný počet kopií cílových sekvencí, jejichž počet je stanoven zvlášť pro každý zkušební systém a je určen jako násobek pozitivní limitní hodnoty zkušebního systému;

- negativní kontrola: vzorek téže matrice prokazatelně neobsahující cílové sekvence.

7.3.2 Vnitřní kontroly

Vnitřní kontroly jsou definované sekvence nukleových kyselin obsahující vazebná místa pro primery. Vnitřní kontroly jsou amplifikovány s podobnou účinností jako zkoušená cílová sekvence, ale amplikony jsou jasně rozpoznatelné. Vnitřní kontroly jsou téhož typu nukleové kyseliny (DNK/RNK) jako zkoušený materiál. Vnitřní kontrola se raději přidává ke zkoušenému materiálu před izolací nukleové kyseliny a slouží proto jako celková kontrola (extrakce, reverzní transkripce, amplifikace, detekce).

7.4 Vnější hodnocení jakosti

Účast v programech vnějšího hodnocení jakosti je důležitým postupem jištění jakosti PCR pro každou laboratoř a každého pracovníka.

Následující část je uvedena pro informaci a pouze jako pokyn: není to závazná část lékopisu.

Validace amplifikace nukleových kyselin (NAT) pro detekci RNK viru hepatitidy C (HCV) v plazmatických směsích: směrnice

1 Úvod

Většinu analytických postupů amplifikace nukleových kyselin tvoří kvalitativní zkoušky na přítomnost nukleových kyselin s některými kvantitativními zkouškami (buďto domácími, nebo komerčními), jež jsou dostupné. Pro detekci kontaminace RNK HCV v plazmatických směsích postačují kvalitativní zkoušky a mohou být považovány za limitní zkoušku pro kontrolu nečistot, jak je popsáno v Technických pokynech pro vypracování článků (Pharmeuropa, prosinec 1999), Kapitola III, „Validace analytických postupů". Tyto pokyny popisují pouze metody k validaci kvalitativních analytických postupů amplifikace nukleových kyselin pro stanovení kontaminace RNK HCV v plazmatických směsích. Proto jsou za nejzávažnější pro validaci analytické metody považovány specificita a detekční limit. Jako další může být hodnocena robustnost metody.

Nicméně se tento dokument může použít jako obecný základ pro validaci amplifikace nukleových kyselin.

Pro účel tohoto dokumentu se analytický postup definuje jako úplný postup od extrakce kyseliny nukleové po detekci amplifikovaných produktů.

Při použití komerčních souprav pro část postupu, nebo úplný analytický postup mohou výrobcem kitu dokumentované validační body nahradit validaci uživatelem. Působení soupravy ve vztahu k zamýšlenému užití by mělo být dokázáno uživatelem (např. detekční limit, robustnost, křížová kontaminace).

2 Specificita

Specificita je schopnost jednoznačně stanovit nukleovou kyselinu v přítomnosti složek, jejichž přítomnost je předvídatelná.

Specificita analytického postupu amplifikace nukleových kyselin je závislá na výběru primerů, výběru vzorků (pro analýzu finálního produktu) a přísnosti zkušebních podmínek (pro amplifikační i detekční kroky).

Při navrhování primerů a vzorků se ověřuje jejich specificita k detekci pouze RNK HCV srovnáním vybraných sekvencí se sekvencemi v publikovaných databankách. Pro HCV se budou primery (a vzorky) obvykle vybírat z oblasti 5' nekódující části HCV genomu, která je vysoce konzervativní pro všechny genotypy.

Amplifikovaný produkt by měl být jednoznačně určen použitím jedné z následujících metod, jako je amplifikace vlastními primery, restrikční enzymovou analýzou, sekvecováním nebo hybridizací se specifickým vzorkem. K validaci specificity analytických postupů se s výsledkem negativním zkouší nejméně 100 směsí plazmy HCV RNK negativních. Vhodné vzorky nereaktivních směsí jsou dostupné z Evropského ředitelství pro jakost léčiv (EDQM).

Schopnost analytických postupů k detekci všech HCV genotypů závisí opět na výběru primerů, vzorků a parametrech metody. Tato schopnost by se měla prokázat použitím charakterizovaných referenčních panelů. Vzorky některých genotypů (např. genotypu 6) je obtížné získat, nejvíce převládající genotypy (např. v Evropě 1 a 3) by měly být detegovány na příslušné úrovni.

3 Detekční limit

Detekční limit jednotlivého analytického postupu je nejnižší množství kyseliny nukleové ve vzorku, které může být detegováno, ale není nutné je kvantifikovat jako přesnou hodnotu.

Analytický postup amplifikace kyseliny nukleové použitý pro detekci RNK HCV v plazmatických směsích obvykle dává kvalitativní výsledky. Počet možných výsledků je omezen na dva, buďto pozitivní, nebo negativní. Přestože je doporučeno stanovit detekční limit, měla by se pro praktické účely analytického postupu amplifikace nukleových kyselin stanovit pozitivní limitní hodnota. Pozitivní limitní hodnota (jak je definována v obecné stati (2.6.21) je minimální počet cílových sekvencí na objem vzorku, který může být detegován v 95 % zkušebních sérií. Pozitivní limitní hodnota je ovlivňována distribucí virových genomů v jednotlivých zkoušených vzorcích a také faktory, jako je enzymová účinnost, které mohou způsobit rozdíly pozitivních limitních hodnot v 95 % jednotlivých sérií analytických zkoušek.

K určení pozitivní limitní hodnoty se používají ředicí série pracovních zkoumadel nebo viru hepatitidy C BRP, který je kalibrován proti mezinárodnímu standardu WHO HCV 96/790 a zkouší se v různých dnech, aby se vyzkoušely rozdíly mezi zkušebními sériemi. Zkouší se nejméně tři nezávislé ředicí série s dostatečným počtem replik v každém ředění, aby se pro každé ředění získalo 24 výsledků způsobilých ke statistickému hodnocení výsledků.

Laboratoř může např. zkoušet tři ředicí série v různých dnech v osmi replikách pro každé ředění, čtyři ředicí série v různých dnech se šesti replikami pro každé ředění, nebo šest ředicích sérií v různých dnech ve čtyřech replikách pro každé ředění. K udržení počtu ředění na zvládnutelné úrovni lze provést předběžnou zkoušku (např. s použitím logaritmického ředění vzorku plazmatické směsi) k získání předběžného výsledku pro pozitivní limitní hodnotu (tj. nejvyšší ředění dávající pozitivní signál). Řada ředění může být vybrána kolem předurčené limitní hodnoty (např. s použitím ředicího faktoru 0,5 log nebo méně a negativní plazmatické směsi pro ředicí matrici). Koncentrace RNK HCV, která byla detegována v 95 % zkušebních sérií, se může vypočítat vhodným statistickým vyhodnocením.

Tyto výsledky mohou sloužit rovněž k důkazu odchylek uvnitř zkoušky a mezidenních odchylek analytického postupu.

4 Robustnost

Robustnost analytického postupu je míra jeho kapacity zůstat nedotčen malými, ale záměrnými odchylkami v parametrech metody a poskytuje údaje o jeho spolehlivosti při běžném použití.

Ohodnocení robustnosti se zvažuje ve vývojové fázi. Mělo by ukázat spolehlivost analytického postupu s ohledem na záměrné odchylky v parametrech metody. Pro metody amplifikace nukleových kyselin mohou být malé odchylky v parametrech metody rozhodující. Robustnost metody se může dokázat při jejím vývoji, kdy se zkouší malé odchylky v koncentraci zkoumadel (např. chloridu hořečnatého, primerů nebo dNTP). K důkazu robustnosti se použije nejméně dvacet plazmatických směsí negativních RNK HCV (náhodně vybraných), záměrně kontaminovaných RNK HCV do konečné koncentrace trojnásobku dříve stanovených 95 % pozitivních limitních hodnot. Výsledek zkoušky by měl být pozitivní.

Problémy s robustností mohou také vzniknout u metod, které užívají úvodní ultracentrifugaci před extrakcí virové RNK. Proto se k průkazu robustnosti takových metod zkouší nejméně dvacet plazmatických směsí, obsahujících různá množství RNK HCV, ale bez HCV specifických protilátek, a výsledek by měl být pozitivní.

Prevence křížové kontaminace se prokáže přesnou detekcí panelu o nejméně dvaceti vzorcích, sestávajícího střídavě ze vzorků obsahujících negativní plazmatické směsi a negativní plazmatické směsi záměrně kontaminované vysokými koncentracemi HCV (nejméně stonásobek 95% pozitivní limitní hodnoty nebo nejméně 10⁴ m.j./ml).

5 Jištění jakosti

U biologické zkoušky jako je amplifikace nukleových kyselin, mohou vzniknout specifické problémy, které mohou ovlivnit validaci a interpretaci výsledků. Zkušební metody se přesně popíšou formou standardních operačních postupů, které by měly obsahovat:

- způsob vzorkování (typ obalu, atd.);

- přípravu mini-směsí (kde je to vhodné);

- podmínky uchovávání před analýzou;

- přesný popis zkušebních podmínek, včetně opatření, jak zabránit křížové kontaminaci nebo destrukci virové RNK, použitých zkoumadel a referenčních přípravků;

- přesný popis použitého přístroje;

- detailní vzorce pro výpočet výsledků, včetně statistického hodnocení.

Použití vhodné kontroly ve zkušební sérii (např. vhodné ředění viru hepatitidy C BRP nebo plazmy záměrně kontaminované vzorkem HCV kalibrovaným proti mezinárodnímu standardu WHO HCV 96/790) se považuje za uspokojivý systém vhodnosti kontroly a zajišťuje, že spolehlivost analytického postupu je zaručena, ať se provádí kdykoli.

Technická kvalifikace: je potřeba, aby pro každou podstatnou část použitého zařízení byla provedena vhodná instalace a existoval program provozní způsobilosti. Konfirmace provedení analytického postupu po změně kritického zařízení (např. termocykleru) se dokumentuje provedením paralelní zkoušky s osmi replikami vzorků plazmatických směsí záměrně kontaminovaných RNK HCV do konečné koncentrace trojnásobku dříve stanovených 95% limitních hodnot. Všechny výsledky jsou pozitivní.

Kvalifikace operátora: vypracuje se vhodný program kvalifikace pro každého operátora, který provádí zkoušení. Pro potvrzení úspěšného výcviku každý operátor přezkouší nejméně osm replik vzorků plazmatických směsí záměrně kontaminovaných RNK HCV, do konečné koncentrace trojnásobku dříve stanovených 95% limitních hodnot. Tato zkouška (osm replik vzorků) se opakuje dvakrát ve dvou různých dnech, tj. celkově se ve třech různých dnech provede 24 zkoušek Všechny výsledky jsou pozitivní.

“

9. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.7 Metody stanovení účinnosti, se za kapitolu 2.7.12 doplňují kapitoly 2.7.13 až 2.7.15, které znějí:

„

2.7.13 Stanovení účinnosti lidského imunoglobulinu anti-D

Účinnost se stanoví porovnáním množství, které je zapotřebí k aglutinaci D-pozitivních červených krvinek, s množstvím referenčního přípravku kalibrovaného v mezinárodních jednotkách, které je zapotřebí k dosažení stejného účinku.

Mezinárodní jednotka je účinnost obsažená v deklarovaném množství mezinárodního referenčního přípravku. Hodnotu účinnosti mezinárodního referenčního přípravku v mezinárodních jednotkách vyhlašuje Světová zdravotnická organizace.

Použije se směs D-pozitivních červených krvinek, ne starších než 7 dní, vhodně uchovávaných a získaných od nejméně čtyř dárců krve s krevní skupinou O R₁ R₁. Ke vhodnému objemu krvinek třikrát propraných roztokem chloridu sodného R (9 g/l) se přidá stejný objem bromelinů RS, nechá se 10 min stát při 37 °C, odstředí se, supernatantní tekutina se odstraní a krvinky se třikrát promyjí roztokem chloridu sodného R (9 g/l). 20 objemových dílů červených krvinek se suspenduje ve směsi 15 objemových dílů inertního séra, 20 objemových dílů roztoku albuminu hovězího R (300 g/l) a 45 objemových dílů roztoku chloridu sodného R (9 g/l). Vzniklá suspenze se vloží do vody s ledem a stále se promíchává.

Použitím automatického kalibrovaného dilutoru se připraví vhodná ředění zkoušeného a referenčního přípravku. K ředění se použije roztok albuminu hovězího R (5 g/l) v roztoku chloridu sodného R (9 g/l).

Použije se vhodný přístroj pro automatickou kontinuální analýzu: teplota trubice, kromě inkubačních spirál, se udržuje na 15 °C. Do trubice přístroje se vpraví suspenze červených krvinek rychlostí 0,1 ml/min a roztok methylcelulosy 450 R (3 g/l) rychlostí 0,05 ml/min. Ředění zkoušeného a referenčního přípravku se provádějí rychlostí 0,1 ml/min po dobu 2 min a po každém z nich se provede opláchnutí ředicím roztokem rychlostí 0,1 ml/min po dobu 4 min před zavedením dalšího ředění.

Vzduch se přivádí rychlostí 0,6 ml/min. Inkubuje se 18 min při 37 °C a pak se shluk rozptýlí přivedením roztoku chloridu sodného R (9 g/l), obsahujícího vhodné smáčedlo (např. polysorbát 20 R v konečné koncentraci 0,2 g/l, rychlostí 1,6 ml/min, aby se zabránilo porušení bublinové struktury. Aglutináty se nechají sedimentovat a dvakrát se promyjí, nejprve při 0,4 ml/min a poté 0,6 ml/min. Neaglutinované červené krvinky se lyzují roztokem, který obsahuje oktoxinol 10 R (5 g/l), hexakyanoželezitan draselný R (0,2 g/l), hydrogenuhličitan sodný R (1 g/l) a kyanid draselný R (0,05 g/l), přiváděným rychlostí 2,5 ml/min. Ke konverzi hemoglobinu se zavede desetiminutová prodlévací spirála. Průběžně se zaznamenává absorbance (2.2.25) hemolyzátu při vlnové délce 540 nm až 550 nm. Stanoví se rozmezí koncentrací protilátky, v němž je mezi koncentrací a výslednou změnou absorbance (∆A) lineární závislost. Z výsledků se sestrojí standardní křivka a její lineární část se použije ke stanovení účinnosti zkoušeného přípravku.

Účinnost zkoušeného přípravku se v mezinárodních jednotkách na mililitr vypočítá ze vzorce:

v němž značí:

a - účinnost ředění D referenčního přípravku v mezinárodních jednotkách na mililitr,

d - faktor ředění zkoušeného přípravku, u kterého se zjistila daná hodnota ∆A,

D - faktor ředění referenčního přípravku, u kterého se zjistila stejná hodnota ∆A.

2.7.14 Stanovení účinnosti vakcíny proti hepatitidě A

Stanovení účinnosti vakcíny proti hepatitidě A se provádí buď in vivo porovnáním schopnosti přípravku vyvolat v daných podmínkách u myší nebo morčat tvorbu specifických protilátek se stejnou schopností referenčního přípravku, nebo in vitro imunochemickým stanovením obsahu antigenu.

Zkouška in vivo

Vhodná je např. níže uvedená zkouška na myších, ale lze použít i jiné validované metody.

Výběr a rozdělení pokusných zvířat. Použijí se zdravé myši z jednoho chovu, staré asi 5 týdnů a z prokazatelně vhodného kmene. Používají se zvířata stejného pohlaví. Rozdělí se do nejméně sedmi stejných skupin o počtu vhodném pro požadavky stanovení.

Stanovení účinnosti zkoušeného přípravku. K ředění přípravku se použije roztok chloridu sodného R (9 g/l), obsahující hliníkové adjuvans použité ve vakcíně. Připraví se nejméně tři ředění zkoušeného přípravku a odpovídající ředění referenčního přípravku. Každému zvířeti ve skupině se subkutánně vstříkne nejvýše 1,0 ml ředění určeného pro skupinu. Jedna skupina zvířat zůstane neočkována, vstříkne se jí pouze subkutánně stejný objem ředicího roztoku. Po 28 až 38 dnech se zvířata v anestezii vykrvácejí a odděleně se získají jednotlivá séra. V těchto sérech se vhodnou imunochemickou metodou stanoví obsahy specifických protilátek proti hepatitidě A. (2.7.1).

Výpočty. Výpočty se provedou běžnými statistickými metodami pro zkoušky s kvantitativní odpovědí (5.3).

Z rozložení reakčních hodnot naměřených ve všech sérech neočkované skupiny se stanoví nejvyšší reakční hladina, kterou lze nalézt při této zvláštní zkoušce u nevakcinovaných zvířat. Všechny odpovědi u vakcinovaných zvířat, které převyšují tuto hodnotu, se označí za sérokonverzi.

Procento zvířat vykazujících sérokonverzi v každé skupině se vhodně transformuje (např. probitovou transformací) a použije se model rovnoběžnosti křivek závislosti log dávky a odpovědi. Účinnost zkoušeného přípravku se stanoví ve vztahu k referenčnímu přípravku. Validační podmínky. Zkoušku lze hodnotit, jestliže:

- pro zkoušený a referenční přípravek leží ED₅₀ mezi nejnižší a nejvyšší dávkou podanou zvířatům,

- statistická analýza neukazuje žádnou významnou odchylku od linearity ani rovnoběžnosti,

- meze spolehlivosti relativní účinnosti jsou 33 % až 300 % stanovené účinnosti.

Požadavek na účinnost. Horní mez spolehlivosti (P = 0,95) stanovené relativní účinnosti je nejméně 1,0.

Zkouška in vitro

Provede se imunochemické stanovení (2.7.1) obsahu antigenu, které vyhovuje kritériím validovaným při zkoušce in vivo.

Kritéria přijatelnosti pro daný referenční přípravek schvaluje na základě validačních údajů oprávněná autorita.

2.7.15 Stanovení účinnosti vakcíny proti hepatitidě B (rDNK)

Stanovení účinnosti vakcíny proti hepatitidě B se provádí buď in vivo porovnáním schopnosti přípravku vyvolat v daných podmínkách u myší nebo morčat tvorbu specifických protilátek proti povrchovému antigenu hepatitidy B(HBsAg) se stejnou schopností referenčního přípravku, nebo in vitro imunochemickým stanovením obsahu antigenu.

Zkouška in vivo

Výběr a rozdělení pokusných zvířat. Použijí se zdravé myši z jednoho chovu, staré asi 5 týdnů. Použitý kmen myší pro tuto zkoušku dává výraznou odpověď v křivce závislosti odpovědi na dávce antigenu: vhodné jsou myši s haplotypem H-2^q nebo H-2^d. Také jsou vhodná zdravá morčata hmotnosti 300 g až 350 g (stará asi 7 týdnů) z jednoho chovu. Používají se zvířata stejného pohlaví. Rozdělí se do nejméně sedmi stejných skupin o počtu vhodném pro požadavky stanovení.

Stanovení účinnosti zkoušeného přípravku. K ředění přípravku se použije roztok chloridu sodného R (9 g/l), obsahující hliníkové adjuvans použité ve vakcíně nebo jiné vhodné rozpouštědlo. Připraví se nejméně tři ředění zkoušeného přípravku a odpovídající souhlasná ředění referenčního přípravku. Každému zvířeti ve skupině se intraperitoneálně vstříkne nejvýše 1,0 ml ředění určeného pro skupinu. Jedna skupina zvířat zůstane neočkována, vstříkne se jí pouze intraperitoneálně stejný objem ředicího roztoku. Ve vhodném časovém intervalu (např. mezi čtyřmi až šesti týdny) se zvířata v anestezii vykrvácejí a odděleně se získají jednotlivá séra. V těchto sérech se vhodnou imunochemickou metodou stanoví obsahy specifických HBsAg protilátek (2.7.1).

Výpočty. Výpočty se provedou běžnými statistickými metodami pro zkoušky s kvantitativní odpovědí (5.3).

Z rozložení reakčních hodnot naměřených ve všech sérech neočkované skupiny se stanoví nejvyšší reakční hladina, kterou lze nalézt při této zvláštní zkoušce u nevakcinovaných zvířat. Všechny odpovědi u vakcinovaných zvířat, které převyšují tuto hodnotu, se označí za sérokonverzi.

Procento zvířat vykazujících sérokonverzi v každé skupině se vhodně transformuje (např. probitovou transformací) a použije se model rovnoběžnosti křivek závislosti log dávky a odpovědi. Účinnost zkoušeného přípravku se stanoví ve vztahu k referenčnímu přípravku.

Validační podmínky. Zkoušku lze hodnotit, jestliže:

- pro zkoušený a referenční přípravek leží ED₅₀ mezi nejnižší a nejvyšší dávkou podanou zvířatům,

- statistická analýza neukazuje žádnou významnou odchylku od linearity ani rovnoběžnosti,

- meze spolehlivosti relativní účinnosti jsou 33 % až 300 % stanovené účinnosti.

Požadavek na účinnost. Horní mez spolehlivosti (P = 0,95) stanovené relativní účinnosti je nejméně 1,0.

Zkouška in vitro

Provede se imunochemické stanovení (2.7.1) obsahu antigenu, které odpovídá kritériím validovaným při zkoušce in vivo.

Prokazatelně vhodná jsou enzymově imunosorbentová stanovení (ELISA) a radioimunoanalýza (RIA) s použitím monoklonálních protilátek specifických pro ochranu indukující epitopy HBsAg. K analýze údajů, jež se mohou vhodně transformovat, se použijí vhodné počty ředění zkoušené vakcíny a zkoušeného přípravku a model rovnoběžnosti. Soupravy ke stanovení HBsAg in vitro jsou běžně dostupné a jejich zkušební postupy se mohou přizpůsobit ke stanovení účinnosti vakcíny in vitro.

Kritéria přijatelnosti pro daný referenční přípravek schvaluje na základě validačních údajů oprávněná autorita.

“

10. V příloze části 2 Zkušební metody, kapitola 2.9 Metody farmaceutické technologie, kapitola 2.9.1 zní:

„

2.9.1 Zkouška rozpadavosti tablet a tobolek

Podstata zkoušky. Zkouškou se zjišťuje, zda se tablety nebo tobolky za níže popsaných experimentálních podmínek rozpadnou v předepsané kapalině během předepsané doby. K hodnocení se použije vybraná zkouška z níže uvedných.

ZKOUŠKA A. TABLETY A TOBOLKY BĚŽNÝCH VELIKOSTÍ

Obr. 2.9.1-1

Rozměry v milimetrech

Přístroj. Hlavní částí přístroje (obr. 2.9.1-1) na stanovení rozpadavosti tablet a tobolek je pevný závěsný košík, v němž je ve vertikální poloze symetricky umístěno šest skleněných trubic dlouhých (77,5 ±2,5) mm o vnitřním průměru 21,5 mm a o tloušťce stěn asi 2 mm. Každá trubice je opatřena vyjímatelným válcovitým diskem o průměru (20,7 ±0,15) mm a výšce (9,5 ±0,15) mm, vyrobeným z průhledného plastu, s relativní hustotou 1,18 až 1,20. Disky mají pět otvorů o průměru 2 mm, z nichž jeden je ve středu disku a ostatní čtyři jsou rovnoměrně rozmístěny v kruhu o poloměru 6 mm od středu disku. Na obvodu disku jsou pravidelně rozmístěny čtyři zářezy hluboké 2,55 mm, u horní základny disku široké 9,5 mm a u dolní základny široké 1,6 mm. Trubice jsou drženy ve vertikální poloze dvěma průhlednými plastovými deskami o průměru 90 mm a tloušťce 6 mm se šesti otvory. Otvory jsou pravidelně rozmístěny od středu desky. Dolní otvor trubic je uzavřen síťkou z nerezového drátu o průměru 0,635 mm a o velikosti ok 2,00 mm. Vzdálenost obou desek 77,5 mm je udržována kolmými kovovými tyčkami rozmístěnými po obvodu desek. Ve středu horní desky je připojena další kovová tyčka sloužící k upevnění k mechanickému zařízení, které zabezpečuje pohyb košíku ve vertikální poloze stálou frekvencí 28 až 32 zdvihů/min při výšce zdvihu 50 mm až 60 mm.

Košík se vkládá do vhodné nádoby, většinou do kádinky na objem 1000 ml. Objem kapaliny je takový, že pokud je zařízení v horní úvrati, je drátěná síťka alespoň 15 mm pod hladinou kapaliny, a je-li zařízení v dolní úvrati, je drátěná síťka alespoň 25 mm nad dnem kádinky a horní otevřené konce trubic zůstávají pod povrchem kapaliny. Tekutina je vhodným zařízením vytemperována na teplotu 36 °C až 38 °C.

Provedení závěsného košíku může být různé při zachování parametrů skleněných trubic a drátěné síťky.

Postup zkoušky. Do každé ze šesti trubic se vloží jedna tableta nebo tobolka, je-li předepsáno, použije se disk. Závěsný košík se umístí do kádinky obsahující předepsanou tekutinu. Přístroj se uvede do chodu na předepsanou dobu a poté se kontroluje stav tablet nebo tobolek.

ZKOUŠKA B. VELKÉ TABLETY A VELKÉ TOBOLKY

Obr. 2.9.1-2

Rozměry v milimetrech

Přístroj. Hlavní částí přístroje (obr. 2.9.1-2) na stanovení rozpadavosti tablet a tobolek je pevný závěsný košík, v němž jsou ve vertikální poloze symetricky umístěny tři skleněné trubice dlouhé (77,5 ±2,5) mm o vnitřním průměru (33,0 ±0,5) mm a o tloušťce stěn (2,5 ±0,5) mm. Každá trubice je opatřena vyjímatelným válcovitým diskem o průměru (31,55 ±0,15) mm a výšce (16,4 ±0,1) mm, vyrobeným z průhledného plastu s relativní hustotou 1,18 až 1,20. Disky mají sedm otvorů o průměru 3,15 mm, z nichž jeden je ve středu disku a ostatních šest je rovnoměrně rozmístěno v kruhu o poloměru 4,2 mm od středu disku. Trubice jsou drženy ve vertikální poloze dvěma průhlednými plastovými deskami o průměru 97 mm a tloušťce 9 mm se třemi otvory. Otvory jsou pravidelně rozmístěny od středu desky. Dolní otvor trubic je uzavřen síťkou z nerezového drátu o průměru (0,62 ±0,02) mm a o velikosti ok (2,0 ±0,2) mm. Vzdálenost obou desek 77,5 mm je udržována kolmými kovovými tyčkami rozmístěnými po obvodu desek. Ve středu horní desky je připojena další kovová tyčka, sloužící k upevnění k mechanickému zařízení, které zabezpečuje pohyb košíku ve vertikální poloze stálou frekvencí 29 až 32 zdvihů/min při výšce zdvihu (55 ±2) mm.

Košík se vkládá do vhodné nádoby, většinou do kádinky na objem 1000 ml. Objem kapaliny je takový, že pokud je zařízení v horní úvrati, je drátěná síťka alespoň 15 mm pod hladinou kapaliny, a je-li zařízení v dolní úvrati, je drátěná síťka alespoň 25 mm nad dnem kádinky a horní otevřené konce trubic zůstávají pod povrchem kapaliny. Tekutina je vhodným zařízením vytemperována na teplotu 35 °C až 39 °C.

Provedení závěsného košíku může být různé při zachování parametrů skleněných trubic a drátěné síťky.

Postup zkoušky. Do každé ze tří trubic se vloží jedna tableta nebo tobolka a disk. Závěsný košík se umístí do kádinky obsahující předepsanou tekutinu. Přístroj se uvede do chodu na předepsanou dobu a poté se kontroluje stav tablet nebo tobolek.

HODNOCENÍ

Vzorek vyhovuje zkoušce, jestliže se rozpadly všechny tobolky nebo tablety. Tableta nebo tobolka se pokládá za rozpadlou, jestliže:

a) na síťce nezůstal žádný zbytek nebo

b) zůstal zde měkký zbytek bez tvrdého nezvlhčeného jádra, nebo

c) na síťce nebo přilepené ke spodní části disku zůstaly úlomky obalu obalovaných tablet, případně úlomky tobolek.

“

11. V příloze časti 2 Zkušební metody, kapitola 2.9 Metody farmaceutické technologie, se za kapitolu 2.9.26 doplňuje kapitola 2.9.27 a kapitola 2.9.28, které znějí:

2.9.27 Hmotnostní stejnoměrnost jednotlivých dávek ve vícedávkových obalech

Tato zkouška je určena pro perorální lékové formy, jako jsou granule, prásky pro perorální použití a tekutiny pro perorální použití klére jsou dodávaný ve vícedávkových obalech opatřených dávkovacím zařízením.

Zváží se jednotlivě dvacet dávek, které byly náhodné odebraný z jednoho nebo více obalů opatřených dávkovacím zařízením a stanoví se jednotlivá a průměrná hmotnost.

Nejvýše dvě jednotlivé hmotnosti se mohou odchýlit od průměrné hmotnosti o více než 10% a žádna se nesmi odchýlilo více než 20%.

2.9.28 Zkouška na využitelnou hmotnost nebo objem tekutých a polotuhých přípravků

Tato zkouška je určena pro tekutiny (roztoky, emulze a suspenze) a polotuhé přípravky dodávané v jednodávkových obalech, kde se používá pouze část obsahu.

Tekuté přípravky

Obsah jednoho obalu se vyprázdní tak úplně, jak je to možné, a stanoví se, jak je vhodné, hmotnost nebo objem obsahu. V případě emulzi a suspenzi se obal před vyprázdněním protřepe. Hmotnost nebo objem nesmi byt menši než údaj uvedeny v označeni na obalu.

Polotuhé přípravky

Obsah jednoho obalu se vyprázdni tak úplně, jak je to možné. Hmotnost obsahu nesmi byt menší, než je uvedeno v označeni na obalu.

12. V příloze části 4 Zkoumadla, kapitola 4.1, 4.1.1, 4.1.2, 4.1.3, 4.2, 4.2.1, 4.2.2 a kapitola Seznam referenčních látek použitých v národních článcích znějí:

„

4.1 Zkoumadla, roztoky pro limitní stanovení nečistot, tlumivé roztoky

Zkoumadla jsou chemikálie a jejich roztoky používané ke zkoušení léčiv a pomocných látek. K jednoznačné charakterizaci zkoumadel jsou uvedena čísla CAS, viz Obecné zásady (1.2).

Zkoumadla nelze používat jako léčivé nebo pomocné látky. Pokud je léčivá nebo pomocná látka zároveň použita jako zkoumadlo, její jakost, pokud je stejná, je uvedena odkazem na lékopisný článek a číslo CAS se již neuvádí.

Roztoky zkoumadel, není-li uvedeno jinak, se rozumějí roztoky vodné, připravené z vody čištěné (Aqua purificata) při teplotě obvykle 20 °C. Výjimkou jsou roztoky používané k provedení limitních zkoušek na baryum, vápník a sírany, kde je nutno použít vodu destilovanou.

Při práci a zacházení se zkoumadly je nutno dodržovat bezpečnostní předpisy pro práci v chemických laboratořích (ČSN 01 8003). Pokud mají zkoumadla vlastnosti zvláště nebezpečných jedů, ostatních jedů (viz nařízení vlády č. 10/1999 Sb.), žíravin a dalších nebezpečných látek, je nutno respektovat zákon č. 157/1998 Sb., o chemických látkách a chemických přípravcích a o změně některých zákonů ve znění zákona č. 352/1999 Sb., zákona č. 132/2000 Sb. a zákona č. 258/2000 Sb. Pokud je zkoumadlo omamnou nebo psychotropní látkou, je nutno dodržovat zákon č. 167/1998 Sb., o návykových látkách a o změně některých dalších zákonů, včetně změn uvedených v zákonech č. 354/1999 Sb. a č. 117/2000 Sb. Pokud je zkoumadlo prokazatelným karcinogenem, je nutno dodržovat Hygienické předpisy o hygienických zásadách pro práci s chemickými karcinogeny.

Zkoumadla a jejich roztoky se uchovávají zpravidla v dobře uzavřených obalech. Je-li třeba, jsou předepsány zvláštní podmínky uchovávání. Zkoumadla se uchovávají odděleně od léčivých a pomocných látek.

V označení na obalu zkoumadel (pevně lpící štítek nebo označení přímo na obalu) se uvede název zkoumadla, u roztoků také koncentrace, datum přípravy a kdo roztok připravil. Zkoumadla připravovaná a vydávaná v lékárnách nebo v laboratořích zdravotnických zařízení se označují žlutými štítky s černým nápisem, v němž je uvedeno:

a) přesné označení lékárny (zdravotnického zařízení),

b) datum přípravy zkoumadla a jméno (zkratka) osoby, která zkoumadlo připravila,

c) přesný název při předpisu „Signa suo nomine“ a složení při předpisu „Signa cum formula“,

d) je-li zkoumadlo omamná látka, zvláště nebezpečný jed, žíravina nebo hořlavina, uvede se v označení příslušný symbol.

4.1.1 Zkoumadla

Acetal R

1,1-Diethoxyethan, diethylacetal acetaldehydu

Čirá bezbarvá těkavá kapalina, mísitelná s vodou a lihem 96%.

: asi 0,824.

: asi 1,382.

TV: asi 103 °C.

Acetaldehyd R

Ethanal

Čirá bezbarvá snadno zápalná kapalina, mísitelná s vodou a lihem 96%.

: asi 0,788.

: asi 1,332.

TV: asi 21 °C.

Acetanhydrid R

Anhydrid kyseliny octové

Obsahuje nejméně 97,0 % C₄H₆O₃. Čirá bezbarvá kapalina.

TV: 136 °C až 142 °C.

Stanovení obsahu. 2,00 g se rozpustí v 50,0 ml hydroxidu sodného 1 mol/l VS v baňce se zabroušenou zátkou a vaří se 1 h pod zpětným chladičem. Potom se přidá 0,5 ml fenolftaleinu RS, titruje se kyselinou chlorovodíkovou 1 mol/l VS a vypočítá se počet ml hydroxidu sodného 1 mol/l VS spotřebovaného na 1 g látky (n₁). 2,00 g se rozpustí v 20 ml cyklohexanu R v baňce se zabroušenou zátkou. Roztok se ochladí a za chlazení v ledové lázni se přidá chladná směs 10 ml anilinu R a 20 ml cyklohexanu R. Směs se vaří 1 h pod zpětným chladičem, přidá se 50,0 ml hydroxidu sodného 1 mol/l VS a silně se protřepe. Přidá se 0,5 ml fenolftaleinu RS, titruje se kyselinou chlorovodíkovou 1 mol/l VS a vypočítá se počet ml hydroxidu sodného 1 mol/l VS na 1 g látky (n₂).

Obsah C₄H₆O₃ v procentech se vypočítá podle vzorce:

10,2 (n₁ - n₂).

Acetanhydrid v kyselině sírové RS

5 ml acetanhydridu R se opatrně smíchá s 5 ml kyseliny sírové R. Po kapkách a za stálého chlazení se přidá 50 ml ethanolu R.

Připravuje se v čas potřeby.

Acetanhydrid RS1

Acetylační směs

25,0 ml acetanhydridu R se rozpustí v pyridinu bezvodém R a zředí se jím na 100,0 ml.

Uchovává se chráněn před světlem a vzduchem.

Aceton R

Viz článek Acetonum.

Acetonitril R

Methylkyanid

Čirá bezbarvá kapalina, mísitelná s vodou, s acetonem, s etherem a s methanolem.

: asi 0,78.

: asi 1,344.

Roztok (100 g/l) je neutrální na lakmusový papír.

Destilační rozmezí (2.2.11). Nejméně 95 % předestiluje při 80 °C až 82 °C.

Při použití pro spektrofotometru vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

Transmitance (2.2.25): nejméně 98 % při 255 nm až 420 nm; měří se proti vodě R jako kontrolní kapalině.

Acetonitril pro chromatografii R

Vyhovuje požadavkům předepsaným pro acetonitril R a následujícím dodatečným požadavkům:

Transmitance (2.2.25): nejméně 98 % při 240 nm; měří se proti vodě R jako kontrolní kapalině.

Stanovení obsahu (2.2.28): nejméně 99,8 %.

Acetonitril R1

Vyhovuje požadavkům předepsaným pro acetonitril R a následujícím dodatečným požadavkům:

Obsahuje nejméně 99,9 % sloučeniny C₂H₃N.

Absorbance (2.2.25). Absorbance při 200 nm za použití vody R jako kontrolní kapaliny je nejvýše 0,10.

Acetylacetamid R

3-Oxobutanamid

TT: 53 °C až 56 °C.

Acetylaceton R

2,4-Pentandion

Bezbarvá nebo slabě nažloutlá, snadno zápalná kapalina, snadno rozpustná ve vodě, mísitelná s acetonem, lihem 96%, s etherem a s kyselinou octovou ledovou.

: 1,452 až 1,453.

TV: 138 °C až 140 °C.

Acetylaceton RS1

Ke 100 ml octanu amonného RS se přidá 0,2 ml acetylacetonu R.

N'-[3-acetyl-4-(3-terc.butylamino-2-hydroxypropoxy)fenyl]-N-terc.butylmočovina R

Bílý krystalický prášek.

Acetyleugenol R

2-Methoxy-4-(2-propenyl)fenylacetat

Žlutě zbarvená olejovitá kapalina, snadno rozpustná v lihu 96% a v etheru, prakticky nerozpustná ve vodě.

: asi 1,521.

TV: 281 °C až 282 °C.

Při použití pro plynovou chromatografii vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

Stanovení obsahu. Stanoví se plynovou chromatografií (2.2.28), jak je předepsáno v článku Caryophylli etheroleum za použití zkoušené látky jako zkoušeného roztoku. Plocha hlavního píku je nejméně 98,0 % celkové plochy píků.

Acetylchlorid R

Čirá bezbarvá zápalná kapalina, působením vody a lihu 96% se rozkládá. Je mísitelná s dichlorethanem.

: asi 1,10.

Destilační rozmezí (2.2.11). Nejméně 95 % předestiluje při 49 °C až 53 °C.

Acetylcholiniumchlorid R

Krystalický prášek, velmi snadno rozpustný ve studené vodě a v lihu 96%, prakticky nerozpustný v etheru. Rozkládá se v horké vodě a v alkáliích.

Uchovává se při -20 °C.

N-Acetyl-ε-kaprolaktam R

N-Acetylhexan-6-laktam

Bezbarvá kapalina, mísitelná s ethanolem.

: asi 1,100.

: asi 1,489.

TV: asi 135 °C.

N-Acetyltryptofan R

Kyselina 2-acetylamino-3-(3-indolyl)propanová; N-acetyl-L-tryptofan

Bílý nebo téměř bílý prášek, nebo bezbarvé krystaly. Je těžce rozpustný ve vodě, rozpouští se ve zředěných roztocích alkalických hydroxidů.

TT: asi 205 °C.

Stanovení obsahu. 10,0 mg se rozpustí ve směsi objemových dílů acetonitrilu R a vody R (10 + 90) a zředí se stejnou směsí na 100,0 ml. Stanoví se, jak je uvedeno ve zkoušce 1,1'-ethylidenbistryptofan a jiné příbuzné látky, viz článek Tryptophanum. Plocha hlavního píku na chromatogramu je nejméně 99,0 % plochy všech píků.

Acetyltyrosinethylester R

Monohydrát N-acetyl-L-tyrosinethylesteru; monohydrát ethyl-(S)-2-acetamido-3-(4-hydroxyfenyl)propionatu

Bílý krystalický prášek vhodný ke stanovení obsahu chymotrypsinu.

: +21° až +25°; měří se roztok 10,0 g/l v lihu 96% R.

: 60 až 68; měří se při 278 nm v lihu 96% R.

Acetyltyrosinethylester 0,2 mol/l RS

0,54 g acetyltyrosinethylesteru R se rozpustí v lihu 96% R a zředí se jím na 10,0 ml.

Adenosin R

6-Amino-9-β-D-ribofuranosyl-9H-purin

Bílý krystalický prášek, těžce rozpustný ve vodě, prakticky nerozpustný v acetonu, v lihu 96% a v etheru. Rozpouští se ve zředěných roztocích kyselin.

TT: asi 234 °C.

Agarosa-DEAE pro výměnnou iontovou chromatografii R

CAS 57407-08-6

Síťovaná agarosa substituovaná dimethylaminoethylovými skupinami, ve formě kuliček.

Agarosa pro elektroforézu R

CAS 9012-36-6

Neutrální lineární polysacharid, jehož hlavní podíl je odvozen od agaru.

Bílý nebo téměř bílý prášek, prakticky nerozpustný ve studené vodě, velmi těžce rozpustný v horké vodě.

Agarosa pro chromatografii R

CAS 9012-36-6

Jsou to nabobtnalé kuličky o průměru 60 μm až 140 μm ve formě 4% suspenze ve vodě R. Používá se k dělení bílkovin s M_r 6 • 10⁴ až 20 • 10⁶ a k dělení polysacharidů s M_r 3 • 10³ až 5 • 10⁶ metodou vylučovací chromatografie.

Agarosa síťovaná pro chromatografii R

CAS 61970-08-9

Připravuje se z agarosy reakcí s 2,3-dibrompropanolem v silně alkalickém prostředí.

Je dodávána jako nabobtnalé kuličky o průměru 60 μm až 140 μm ve formě 4% suspenze ve vodě R. Používá se k dělení bílkovin s M_r 6 • 10⁴ až 20 • 10⁶ a k dělení polysacharidů s M_r 3 • 10³ až 5 • 10⁶ metodou vylučovací chromatografie.

Agarosa síťovaná pro chromatografii R1

CAS 65099-79-8

Připravuje se z agarosy reakcí s 2,3-dibrompropanolem v silně alkalickém prostředí. Je dodávána jako nabobtnalé kuličky o průměru 60 μm až 140 μm ve formě 4% suspenze ve vodě R. Používá se k dělení bílkovin s M_r 7 • 10⁴ až 40 • 10⁶ a polysacharidů s M_r 1 • 10⁵ až 2 • 10⁷ metodou vylučovací chromatografie.

Agarosa síťovaná polyakrylamidem R

Je to agarosa síťovaná polyakrylamidem. Je vhodná pro dělení globulinů s M_r 2 • 10⁴ až 35 • 10⁴.

Akonitin R

Bezbarvé krystaly nebo bílý až slabě nažloutlý prášek. Je prakticky nerozpustný ve vodě, mírně rozpustný v lihu 96% a etheru.

TT: 200 °C až 205 °C, za rozkladu.

Akrylamid R

Propenamid

Bezbarvé nebo bílé vločky nebo bílý až téměř bílý krystalický prášek. Je velmi snadno rozpustný ve vodě a v methanolu, snadno rozpustný v ethanolu.

TT: asi 84 °C.

Akrylamid-bisakrylamid (29 : 1) 30% RS

Připraví se roztok obsahující 290 g akrylamidu R a 10 g methylenbisakrylamidu R v 1 litru vody R a zfiltruje se.

Akrylamid-bisakrylamid (36,5 : 1) 30% RS

Připraví se roztok obsahující 292 g akrylamidu R a 8 g methylenbisakrylamidu R v 1 litru vody R a zfiltruje se.

Aktivní uhlí R

Viz článek Carbo activatus.

Alanin R

Viz článek Alaninum.

β-Alanin R

Kyselina 3-aminopropionová

Obsahuje nejméně 99 % C₃H₇NO₂.

Bílý krystalický prášek, snadno rozpustný ve vodě, těžce rozpustný v lihu 96%, prakticky nerozpustný v acetonu a v etheru.

TT: asi 200 °C, za rozkladu.

Albumin hovězí R

CAS 9048-46-8

Obsahuje asi 96 % bílkovin.

Bílý až světle žlutavě hnědý prášek.

Voda, semimikrostanovení (2.5.12). Nejvýše 3,0 %; stanoví se s 0,800 g zkoušené látky.

Albumin hovězí použitý ke stanovení účinnosti tetrakosaktidu je prostý pyrogenních látek, bez proteolytické aktivity přezkoušené vhodnou metodou, např. za použití chromogenního substrátu a bez kortikosteroidní aktivity stanovené měřením fluorescence, popsaným ve stanovení účinnosti v článku Tetracosactidum.

Albumin lidský RS

Viz článek Albumini humani solutio.

Albumin lidský RS1

Albumin lidský RS se zředí roztokem chloridu sodného R (9 g/l) na koncentraci bílkoviny 1 g/l. pH tohoto roztoku se upraví kyselinou octovou ledovou R na hodnotu 3,5 až 4,5.

Aldehyddehydrogenasa R

CAS 9028-88-0

Je to enzym získaný z pekařských kvasnic, který oxiduje acetaldehyd na kyselinu octovou za přítomnosti nikotina-mid-adenin-dinukleotidu, draselných solí a thiolů při pH 8,0.

Aldehyddehydrogenasa RS

Množství aldehyddehydrogenasy R odpovídající 70 jednotkám se rozpustí ve vodě R a zředí se jí na 10 ml. Tento roztok je stabilní 8 h při 4 °C.

Aldrin R

TV: asi 145 °C.

TT: asi 104 °C.

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

Alizarin S R

Colour Index 58005; Schultz 1145

Sodná sůl kyseliny 3,4-dihydroxy-2-antrachinonsulfonové, monohydrát.

Oranžově žlutý prášek, snadno rozpustný ve vodě a v lihu 96%.

Alizarin S RS

Roztok 1 g/l.

Zkouška citlivosti. Jestliže se použije pro stanovení titru chloristanu barnatého 0,05 mol/l VS za podmínek uvedených v odstavci chloristan barnatý 0,05 mol/l VS (4.2.2), ve zkoušce Stanovení titru žluté zbarvení se změní na oranžově červené.

Barevný přechod. pH 3,7 (žlutá) až pH 5,2 (fialová).

Allylisothiokyanat R

Bezbarvá čirá kapalina, silně dráždící, těžce rozpustná ve vodě, snadno rozpustná v lihu 96%.

: asi 1,015.

TV: 148 °C až 154 °C.

Aloin R

Barbaloin

10-(β-D-Glukopyranosyl)-1,8-dihydroxy-3-(hydroxymethyl)anthron monohydrát.

Žluté jehličky nebo žlutý až tmavě žlutý krystalický prášek, na vzduchu a na světle tmavnoucí. Je mírně rozpustný ve vodě a v lihu 96%, dobře rozpustný v acetonu, roztocích alkalických hydroxidů a amoniaku a velmi těžce rozpustný v etheru.

: asi 192 při 269 nm, asi 226 při 296,5 nm, asi 259 při 354 nm, počítáno na bezvodou látku; měří se roztok v methanolu R.

Chromatografie. Látka se zkouší za stejných podmínek a ve stejné koncentraci, jako je uvedeno v článku Frangulae cortex. Na chromatogramu je pouze jedna hlavní skvrna.

Amidosíran amonný R

Bílý krystalický prášek nebo bezbarvé krystaly. Je hygroskopický, velmi snadno rozpustný ve vodě, těžce rozpustný v lihu 96%.

TT: asi 130 °C.

Uchovává se ve vzduchotěsných obalech.

Aminoazobenzen R

Colour Index 11000

4-Aminoazobenzen

Hnědožluté jehličky s modravým leskem, těžce rozpustné ve vodě, snadno rozpustné v lihu 96% a v etheru.

TT: asi 128 °C.

Aminobutanol R

(R)-2- Amino-1-butanol

Olejovitá kapalina, mísitelná s vodou, dobře rozpustná v lihu 96%.

: asi 0,94.

: asi 1,453.

TV: asi 180 °C.

4-Aminofenol R

Bílý nebo slabě zbarvený krystalický prášek, vlivem světla a vzduchu tmavne. Je mírně rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v ethanolu.

TT: asi 186 °C, za rozkladu.

Uchovává se chráněn před světlem.

Aminochlorbenzofenon R

2-Amino-5-chlorbenzofenon

Žlutý krystalický prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, snadno rozpustný v acetonu, dobře rozpustný v lihu 96%.

TT: asi 97 °C.

Chromatografie. Zkouší se za podmínek popsaných v článku Chlordiazepoxidi hydrochloridum. Nanáší se 5 μl roztoku (0,5 g/l) v methanolu R. Na chromatogramu je pouze jedna hlavní skvrna, R_F asi 0,9.

Uchovává se chráněn před světlem.

Aminonitrobenzofenon R

2-Amino-5-nitrobenzofenon

Žlutý krystalický prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, dobře rozpustný v tetrahydrofuranu, těžce rozpustný v methanolu.

: 690 až 720 při 233 nm; měří se roztok (0,01 g/l) v methanolu R.

TT: asi 160 °C.

Aminopolyether R

4,7,13,16,21,24-Hexaoxa-1,10-diazabicyklo[8,8,8]hexakosan

TT: 70 °C až 73 °C.

3-Aminopropanol R

3-Amino-1-propanol

Čirá bezbarvá viskózní kapalina.

: asi 0,99.

: asi 1,461.

TT: asi 11 °C.

Aminopyrazolon R

4-Amino-1-fenyl-2,3-dimethyl-5-pyrazolon; 4-aminoantipyrin

Světle žluté jehličky nebo prášek. Je mírně rozpustný ve vodě, snadno rozpustný v lihu 96%, těžce rozpustný v etheru.

TT: asi 108 °C.

Aminopyrazolon RS

Roztok (1 g/l) v tlumivém roztoku o pH 9,0.

Amoniak 32% R

Obsahuje nejméně 32,0 % NH₃.

Čirá bezbarvá kapalina.

: 0,883 až 0,889.

Stanovení obsahu. Skleněná baňka se zabroušenou zátkou se přesně zváží s 50,0 ml kyseliny chlorovodíkové 1 mol/l VS, přidají se 2 ml zkoušené látky a znovu se zváží. Titruje se hydroxidem sodným 1 mol/l VS za použití 0,5 ml červeně methylové směsného indikátoru RS.

1 ml kyseliny chlorovodíkové 1 mol/l VS odpovídá 17,03 mg NH₃.

Uchovává se chráněn před atmosférickým oxidem uhličitým při teplotě pod 20 °C.

Amoniak 26% R

Viz článek Ammoniae solutio concentrata.

Amoniak 17,5% RS

Obsahuje 170 g/l až 180 g/l NH₃ (M_r 17,03).

Příprava. 67 g amoniaku 26% R se zředí vodou R na 100 ml.

: 0,931 až 0,934.

Jestliže se použije pro limitní zkoušku na železo, vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

5 ml se odpaří na vodní lázni do sucha a zbytek se rozpustí v 10 ml vody R. Po přidání 2 ml roztoku kyseliny citronové R (200 g/l) a 0,1 ml kyseliny thioglykolové R se roztok zalkalizuje amoniakem 17,5% RS a zředí se vodou R na 20 ml; nevzniká žádné růžové zbarvení.

Uchovává se chráněn před atmosférickým oxidem uhličitým a při teplotě nižší než 20 °C.

Amoniak zředěný RS1

Obsahuje 100 g/l až 104 g/l NH₃ (M_r 17,03).

Příprava. 41 g amoniaku 26% R se zředí vodou R na 100 ml.

Amoniak zředěný RS2

Obsahuje 33 g/l až 35 g/l NH₃ (M_r 17,03).

Příprava. 14 g amoniaku 26% R se zředí vodou R na 100 ml.

Amoniak zředěný RS3

Obsahuje 1,6 g/l až 1,8 g/l NH₃ (M_r 17,03).

Příprava. 0,7 g amoniaku 26% R se zředí vodou R na 100 ml.

Amoniak prostý olova RS

Vyhovuje požadavkům předepsaným v odstavci Amoniak zředěný RS1 a následující dodatečné zkoušce: K 20 ml se přidá 1 ml kyanidu draselného prostého olova RS, zředí se vodou R na 50 ml a přidá se 0,10 ml sulfidu sodného RS.

Tento roztok není zbarven intenzivněji než porovnávací roztok připravený bez přidání sulfidu sodného.

(1R)-(-)-Antonium-10-kafrsulfonat R

Obsahuje nejméně 97,0 % sloučeniny C₁₀H₁₉NO₄S.

: -18° ± 2°; měří se roztok (50 g/l) ve vodě R.

Amonium-1-pyrrolidinyldithiokarbamat R

Viz odstavec Pyrrolidinyldithiokarbamat amonný R.

Amoxicilin trihydrát R

Viz článek Amoxicillinum trihydricum.

α-Amylasa R

1,4-α-D-Glukan-glukanohydrolasa (EC 3.2.1.1)

Bílý až světle hnědý prášek.

α Amylasa RS

Roztok α-amylasy R s účinností 800 FAU/g.

Amylen R

2-Methyl-2-buten

Velmi hořlavá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96% a s etherem.

TV: 37,5 °C až 38,5 °C.

Anethol R

1-Methoxy-4-(1-propenyl)benzen

Bílá krystalická hmota do 20 °C až 21 °C, nad 23 °C kapalina. Je prakticky nerozpustný ve vodě, snadno rozpustný v ethanolu, dobře rozpustný v ethylacetatu a etheru petrolejovém.

: asi 1,56.

TV: asi 230 °C.

Při použití pro plynovou chromatografii vyhovuje následující zkoušce:

Stanovení obsahu. Provede se plynová chromatografie (2.2.28) za podmínek uvedených v článku Anisi etheroleum za použití zkoušené látky jako zkoušeného roztoku. Plocha hlavního píku odpovídající tras-anetholu, s retenčním časem asi 41 min, je nejméně 99,0 % celkové plochy píků.

cis-Anethol R

(Z)-1-Methoxy-4-(1-propenyl)benzen

Bílá krystalická hmota do 20 °C až 21 °C, nad 23 °C kapalina. Je prakticky nerozpustný ve vodě, snadno rozpustný v ethanolu, dobře rozpustný ethylacetatu a v etheru petrolejovém.

: asi 1,56.

TV: asi 230 °C.

Při použití pro plynovou chromatografii vyhovuje následující zkoušce:

Stanovení obsahu. Provede se plynová chromatografie (2.2.28) za podmínek uvedených v článku Anisi etheroleum za použití zkoušené látky jako zkoušeného roztoku. Plocha hlavního píku je nejméně 92,0 % celkové plochy píků.

Anex R

Je to iontoměnič v Cl cyklu obsahující kvartérní amoniové skupiny [-CH₂N⁺(CH₃)₃] navázané na polymerní mřížku z polystyrenu zesíťovaného s 2 % divinylbenzenu. Vyrábí se ve formě kuliček, jejichž průměr je uveden za názvem zkoumadla ve zkouškách, kde je použit.

Iontoměnič se promývá na filtru ze slinutého skla (40) hydroxidem sodným 1 mol/l RS až do negativní reakce na chloridy v eluátu. Potom se promývá vodou R až do neutrální reakce.

Čerstvě suspendovaný iontoměnič ve vodě prosté amonia R se uchovává chráněn před atmosférickým oxidem uhličitým.

Anex R1

Je to iontoměnič obsahující kvartérní amoniové skupiny [-CH₂N⁺(CH₃)₃] navázané na polymerní mřížku z metakrylatu.

Anex pro chromatografii silně zásaditý R

Pryskyřice s kvartérními aminoskupinami připojenými k mřížce latexu zesíťovaného s divinylbenzenem.

Anex silně zásaditý R

Pryskyřice gelového typu v OH cyklu obsahující kvartérní amoniové skupiny -CH₂N⁺(CH₃)₃, typ 1 navázané na polymerní mřížku z polystyrenu zesíťovaného s 8 % divinylbenzenu.

Hnědé průsvitné kuličky.

Velikost částic: 0,2 mm až 1,0 mm.

Vlhkost: asi 50 %.

Celková výměnná kapacita: nejméně 1,2 mekv/ml.

Anhydrid kyseliny maleinové R

2,5-Furandion

Bílé krystaly, dobře rozpustné ve vodě za tvorby kyseliny maleinové, velmi snadno rozpustné v acetonu a v ethylacetatu, snadno rozpustné v toluenu, dobře rozpustné v lihu 96% za tvorby esteru, velmi těžce rozpustné v etheru petrolejovém.

TT: asi 52 °C.

Zbytky nerozpustné v toluenu. Nejvýše 5 % (kyselina maleinová).

Anhydrid kyseliny maleinové RS

5 g anhydridu kyseliny maleinové R se rozpustí v toluenu R a zředí se jím na 100 ml. Roztok je použitelný jeden měsíc. Pokud je roztok zakalen, zfiltruje se.

Anhydrid kyseliny propionové R

Čirá bezbarvá kapalina, snadno rozpustná v lihu 96% a v etheru.

: asi 1,01.

TV: asi 167 °C.

Anilin R

Aminobenzen

Bezbarvá nebo slabě nažloutlá kapalina, dobře rozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96% a s etherem.

: asi 1,02.

TV: 183 °C až 186 °C.

Uchovává se chráněn před světlem.

Anisaldehyd R

4-Methoxybenzaldehyd

Olejovitá kapalina, velmi těžce rozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96% a s etherem.

TV: asi 248 °C.

Při použití pro plynovou chromatografii vyhovuje následující zkoušce:

Stanovení obsahu. Provede se plynová chromatografie (2.2.28) za podmínek uvedených v článku Anisi etheroleum za použití zkoušené látky jako zkoušeného roztoku. Plocha hlavního píku je nejméně 99,0 % z celkové plochy píků.

Anisaldehyd RS

V následujícím pořadí se smíchá 0,5 ml anisaldehydu R, 10 ml kyseliny octové ledové R, 85 ml methanolu R a 5 ml kyseliny sírové R.

Anisaldehyd RS1

K 10 ml anisaldehydu R se přidá 90 ml lihu 96% R, zamíchá se, přidá se 10 ml kyseliny sírové R a opět se zamíchá.

p-Anisidin R

4-Methoxyanilin

Bílé krystaly, mírně rozpustné ve vodě a dobře rozpustné v ethanolu.

Obsahuje nejméně 97,0 % sloučeniny C₇H₉NO.

Upozornění: Dráždí pokožku, má senzibilizační účinky.

Uchovává se chráněn před světlem při teplotě 0 °C až 4 °C. Skladováním p-anisidin tmavne v důsledku oxidace.

Zbarvené zkoumadlo může být redukováno a odbarveno následujícím postupem: 20 g p-anisidinu R se rozpustí v 500 ml vody R při 75 °C. Přidá se 1 g siřičitanu sodného R a 10 g aktivního uhlí R a míchá se 5 min. Zfiltruje se, filtrát se ochladí asi na 0 °C a při této teplotě se nechá stát nejméně 4 h. Krystaly se odfiltrují, promyjí se malým množstvím vody R při asi 0 °C a usuší se ve vakuu nad oxidem fosforečným R.

Anolyt pro izoelektrickou fokusaci pH 3 až 5 R

Kyselina glutamová 1 mol/l, kyselina fosforečná 0,5 mol/l

14,71 g kyseliny glutamové R se rozpustí ve vodě R. Přidá se 33 ml kyseliny fosforečné R a zředí se vodou R na 1000 ml.

Anthracen R

Bílý krystalický prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, těžce rozpustný v chloroformu.

TT: asi 218 °C.

Anthron R

9(10H)-Anthracenon

Světle žlutý krystalický prášek.

TT: asi 155 °C.

Antisérum vztekliny konjugované s fluoresceinem R

Imunoglobulinová frakce s vysokým protilátkovým titrem vztekliny připravená ze séra vhodných zvířat, která byla imunizována inaktivovaným virem vztekliny. Imunoglobulin se konjuguje s isothiokyanatofluoresceinem.

Antitrombin III R

CAS 90170-80-2

Specifická účinnost je nejméně 6 m.j. v miligramu.

Je to frakce lidské krevní plazmy přečištěná heparin-agarosovou chromatografií.

Antitrombin III RS1

Antitrombin III R se rozpustí podle návodu výrobce a zředí se tlumivým roztokem trometamolovým s chloridem sodným o pH 7,4 tak, aby 1 ml obsahoval 1 m.j.

Antitrombin III RS2

Antitrombin III R se rozpustí podle návodu výrobce a zředí se tlumivým roztokem trometamolovým s chloridem sodným o pH 7,4 tak, aby 1 ml obsahoval 0,5 m.j.

Apigenin R

4',5,7-Trihydroxyflavon

Světlý nažloutlý prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, mírně rozpustný v lihu 96%.

TT: asi 310 °C, za rozkladu.

Chromatografie. Zkouší se, postupem předepsaným v článku Chamomillae romanae flos. Nanáší se 10 μl roztoku v methanolu R (0,25 g/l). V horní třetině chromatogramu je hlavní skvrna se žlutozelenou fluorescencí.

Apigenin-7-glukosid R

Světlý nažloutlý prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, mírně rozpustný v lihu 96%.

TT: 198 °C až 201 °C.

Chromatografie. Zkouší se, postupem předepsaným v článku Chamomillae romanae flos. Nanáší se 10 μl roztoku v methanolu R (0,25 g/l). Ve střední třetině chromatogramu je hlavní skvrna se žlutou fluorescencí.

Aprotinin R

Viz článek Aprotininum.

Arabinosa R

L-(+)-Arabinosa; β-L-arabinopyranosa

Bílý krystalický prášek, snadno rozpustný ve vodě.

: +103° až +105°; měří se roztok (50 g/l) ve vodě R obsahující asi 0,05 % NH₃.

Arabská klovatina R

Viz článek Acaciae gummi.

Arabská klovatina RS

100 g arabské klovatiny R se rozpustí v 1000 ml vody R, míchá se pomocí mechanického míchadla 2 h a odstřeďuje se 30 min při asi 2000 g_n, dokud roztok není čirý.

Uchovává se v polyethylenových obalech o obsahu asi 250 ml při 0 °C až -20 °C.

Arbutin R

Arbutosid; 4-hydroxyfenyl-β-D-glukopyranosid

Jemné bílé lesklé jehličky, snadno rozpustné ve vodě, velmi dobře rozpustné v horké vodě, dobře rozpustné v lihu 96%, prakticky nerozpustné v etheru.

: asi -64°; měří se roztok (20 g/l).

TT: asi 200 °C.

Chromatografie. Zkouší se postupem uvedeným v článku Uvae ursi folium; na chromatogramu je jen jedna hlavní skvrna.

Arginin R

Viz článek Argininum.

Argon R

Obsahuje nejméně 99,995 % (V/V) Ar.

Oxid uhelnatý. 101 argonu R se při průtoku 4 1/h zkouší na CO za podmínek uvedených ve stati Oxid uhličitý v medicinálních plynech (2.5.25, Metoda I). Spotřebuje se nejvýše 0,05 ml thiosíranu sodného 0,002 mol/l VS (0,6 ml/m³).

Arsenitan sodný RS

0,50 g oxidu arsenitého R se rozpustí v 5 ml hydroxidu sodného zředěného RS, přidají se 2,0 g hydrogenuhličitanu sodného R a zředí se vodou R na 100,0 ml.

Askorban sodný RS

CAS 134-03-2

3,5 g kyseliny askorbové R se rozpustí ve 20 ml hydroxidu sodného 1 mol/l RS. Připraví se v čas potřeby.

Asiatikosid R

6-Deoxy-α-L-mannopyranosyl-(1→4)-O-β-D-glukopyranosyl-(1→6)-β-D-glukopyranosyl-2α,3β,23-trihydroxy-4α-urs-12-en-28-oat

Bílý hygroskopický prášek. Je dobře rozpustný v methanolu, těžce rozpustný v ethanolu, nerozpustný v acetonitrilu.

TT: asi 232 °C, za rozkladu.

Voda (2.5.12): 6,0 %.

Uchovává se chráněn před vlhkostí.

Při použití pro kapalinovou chromatografii vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

Stanovení obsahu. Provede se kapalinová chromatografie (2.2.29) za podmínek uvedených v článku Centellae asiaticae herba. Obsahuje nejméně 97,0 %, počítáno metodou normalizace.

L-Aspartyl-L-fenylalanin R

Kyselina (S)-3-amino-N-[(S)-2-fenylethyl-1-karboxy]jantarová

Bílý prášek.

TT: asi 210 °C, za rozkladu.

Azid sodný R

Bílý krystalický prášek nebo krystaly. Je snadno rozpustný ve vodě, těžce rozpustný v lihu 96% a prakticky nerozpustný v etheru.

Azomethin H R

Natrium-hydrogen-4-hydroxy-5-(2-hydroxybenzylidenamino)-2,7-naftalendisulfonat

Azomethin H RS

0,45 g azomethinu H R a 1 g kyseliny askorbové R se rozpustí za mírného zahřívání ve vodě R a zředí se jí na 100 ml.

Barbital R

Viz článek Barbitalum.

Barbital sodná sůl R

Sodná sůl kyseliny 5,5-diethylbarbiturové

Obsahuje nejméně 98,0 % C₈H₁₁N₂NaO₃.

Bezbarvé krystaly nebo bílý krystalický prášek. Je snadno rozpustná ve vodě, těžce rozpustná v lihu 96%, prakticky nerozpustná v etheru.

Barvicí roztok modři kyselé 83 RS

Roztok modři kyselé 83 R (1,25 g/l) ve směsi objemových dílů kyseliny octové ledové R, methanolu R a vody R (1 + 4 + 5). Zfiltruje se.

Benzaldehyd R

Bezbarvá nebo slabě žlutá kapalina, těžce rozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96% a s etherem.

: asi 1,05.

: asi 1,545.

Destilační rozmezí (2.2.11). Nejméně 95 % předestiluje při 177 °C až 180 °C.

Uchovává se chráněn před světlem.

Benzen R

Čirá bezbarvá hořlavá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96% a s etherem.

TV: asi 80 °C.

Benzethoniumchlorid R

Benzyl-dimethyl-(2-{2-[4-(1,1,3,3-tetramethylbutyl)fenoxy]ethoxyethyl})amoniumchlorid monohydrát

Jemný bílý prášek nebo bezbarvé krystaly. Je dobře rozpustný ve vodě, v lihu 96%, těžce rozpustný v etheru.

TT: asi 163 °C.

Uchovává se chráněn před světlem.

Benzil R

Žlutý krystalický prášek, nerozpustný ve vodě, dobře rozpustný v lihu 96%, ethylacetatu a toluenu. TT: 95 °C.

Benzin lékařský R

Vysoce rafinovaná směs dearomatizovaných parafinických uhlovodíků vyrobená frakční destilací ropy. Čirá bezbarvá snadno zápalná kapalina s typickým pachem. Je prakticky nerozpustná ve vodě. Mísí se s ethanolem, lihem 96%, etherem, chloroformem, benzenem a s oleji, s výjimkou oleje ricinového. Snadno se odpařuje a páry, které jsou těžší než vzduch, jsou snadno zápalné, ve směsi se vzduchem jsou výbušné.

: 0,652 až 0,691.

Obsah benzenu. Nejvýše 0,5 %.

Destilační rozmezí (2.2.11). 98 % předestiluje při 35 °C až 100 °C, do 50 °C smí předestilovat nejvýše 15 ml.

Pro farmaceutické a lékařské účely vyhovuje požadavkům ČSN 65 6544.

Benzofenon R

Difenylmethanon

Hranolovité krystaly, prakticky nerozpustné ve vodě, snadno rozpustné v lihu 96% a etheru.

TT: asi 48 °C.

1,4-Benzochinon R

2,5-Cyklohexadien-1,4-dion

Obsahuje nejvýše 98,0 % C₆H₄O₂.

Benzoin R

2-Hydroxy-1,2-difenylethanon

Slabě nažloutlé krystaly, velmi těžce rozpustné ve vodě, snadno rozpustné v acetonu, dobře rozpustné v horkém lihu 96%, mírně rozpustné v etheru.

TT: asi 137 °C.

Benzokain R

Viz článek Benzocainum.

Benzoylargininethylesterhydrochlorid R

(S)-1-[4-(Ethoxykarbonyl)-4-(benzamido)butyl]guanidiniumchlorid

Bílý krystalický prášek, velmi snadno rozpustný ve vodě a ethanolu, prakticky nerozpustný v etheru.

: -15° až-18°; měří se roztok 10 g/l.

: 310 až 340; měří se roztok 0,01 g/l při 227 nm.

TT: asi 129 °C.

Benzoylchlorid R

Bezbarvá k slzám dráždící kapalina, dobře rozpustná v etheru, rozkládá se vodou a lihem 96%.

: asi 1,21.

TV: asi 197 °C.

N-Benzoyl-L-prolyl-L-fenylalanyl-L-arginyl-N-(4-nitrofenyl)amoniumacetat R

Benzylalkohol R

Viz článek Alcohol benzylicus.

Benzylbenzoat R

Viz článek Benzylis benzoas.

Chromatografie. Zkouší se za podmínek popsaných v článku Balsamum peruvianum. Nanáší se 20 μl roztoku 0,3% (V/V) v ethylacetatu R. Po postřiku a zahřátí je na chromatogramu hlavní skvrna o R_F asi 0,8.

Benzylcinnamat R

Benzylester kyseliny skořicové

Bezbarvé nebo nažloutlé krystaly prakticky nerozpustné ve vodě, dobře rozpustné v lihu 96% a v etheru.

TT: asi 39 °C.

Chromatografie. Zkouší se za podmínek popsaných v článku Balsamum peruvianum. Nanáší se 20 μl roztoku (3 g/l) v ethylacetatu R. Po postřiku a zahřátí je na chromatogramu hlavní skvrna o R_F asi 0,6.

Benzylpenicilin sodná sůl R

Viz článek Benzylpenicillinum natricum.

2-Benzylpyridin R

Obsahuje nejméně 98,0 % sloučeniny C₁₂H₁₁N.

Žlutá kapalina.

TT: 13 °C až 16 °C.

Bergapten R

5-Methoxypsoralen;4-methoxyfuro[3,2-g]benzopyranon

Bezbarvé krystaly prakticky nerozpustné ve vodě, mírně rozpustné v lihu 96% a těžce rozpustné v kyselině octové ledové.

TT: asi 188 °C.

Betulin R

Lup-20(39)-en-3β,28-diol

Bílý krystalický prášek.

TT: 248 °C až 251 °C.

Bibenzyl R

1,2-Difenylethan

Bílý krystalický prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, velmi snadno rozpustný v dichlormethanu, snadno rozpustný v acetonu, dobře rozpustný v lihu 96%.

TT: 50 °C až 53 °C.

4-Bifenylol R

4-Fenylfenol

Bílý krystalický prášek, prakticky nerozpustný ve vodě.

TT: 164 °C až 167 °C.

Bisbenzimid R

Pentahydrát 4-{5-[5-(4-methyl-1-piperazinyl)-2-benzimidazolyl]-2-benzimidazolyl}fenoltri-hydrochloridu

Bisbenzimid základní RS

5 mg bisbenzimidu R se rozpustí ve vodě R a zředí se jí na 100 ml. Uchovává se v temnu.

Bisbenzimid pracovní RS

V čas potřeby se 100 μl bisbenzimidu základního RS zředí tlumivým roztokem fosforečnanovým s chloridem sodným o pH 7,4 na 100 ml.

Bis(2-ethylhexyl)ftalat R

Bezbarvá olejovitá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, dobře rozpustná v organických rozpouštědlech.

: asi 0,98.

: asi 1,486.

Viskozita (2.2.9): asi 80 mPa.s.

Bismutičnan sodný R

Obsahuje nejméně 85,0 % NaBiO₃.

Žlutý nebo žlutavě hnědý prášek, který se za vlhka nebo při zvýšené teplotě pomalu rozkládá, prakticky nerozpustný ve studené vodě.

Stanovení obsahu. 0,200 g se suspenduje v 10 ml roztoku jodidu draselného R (200 g/l) a přidá se 20 ml kyseliny sírové zředěné RS. Titruje se thiosíranem sodným 0,1 mol/l VS za přítomnosti 1 ml škrobu RS až do oranžového zbarvení.

1 ml thiosíranu sodného 0,1 mol/l VS odpovídá 14,00 mg NaBiO₃.

N,O-Bis(trimethylsilyl)acetamid R

Bezbarvá kapalina.

: asi 0,83.

N,O-Bis(trimethylsilyl)trifluoracetamid R

BSTFA

Bezbarvá kapalina.

: asi 0,97.

: asi 1,38.

TV_12mm: asi 40 °C.

Biuret R

Karbamoylmočovina

Bílé hygroskopické krystaly, dobře rozpustné ve vodě, mírně rozpustné v lihu 96%, velmi těžce rozpustné v etheru.

TT: 188 °C až 190 °C, za rozkladu.

Uchovává se ve vzduchotěsných obalech.

Blokační roztok RS

Roztok kyseliny octové R 10% (V/V).

Boldin R

1,10-Dimethoxy-6aα-aporfin-2,9-diol

Bílý krystalický prášek. Je velmi těžce rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v lihu 96% a ve zředěných roztocích kyselin.

: asi +127°; měří se roztok (1 g/l) v ethanolu R.

TT: asi 163 °C.

Chromatografie. Zkouší se za podmínek předepsaných v článku Boldo folium. Na získaném chromatogramu je jen jedna hlavní skvrna.

Stanovení obsahu. Provede se kapalinová chromatografie (2.2.29) postupem uvedeným v článku Boldo folium za použití zkoušené látky jako zkoušeného roztoku.

Plocha hlavního píku je nejméně 99,0 % celkové plochy píků.

Borneol R

endo-2-Bornanol, endo-1,7,7-trimethylbicyklo[2,2,1]heptan-2-ol

Bezbarvé krystaly, snadno sublimující. Je prakticky nerozpustný ve vodě, snadno rozpustný v lihu 96%, v etheru a etheru petrolejovém.

TT: asi 208 °C.

Chromatografie. Provede se tenkovrstvá chromatografie (2.2.27). Na vrstvu silikagelu G R se nanese 10 μl roztoku (1 g/l) v toluenu R a vyvíjí se chloroformem R po dráze 10 cm. Vrstva se usuší na vzduchu, postříká se anisaldehydem RS (10 ml pro desku 200 mm × 200 mm) a zahřívá se 10 min při 100 °C až 105 °C. Na chromatogramu je pouze jedna hlavní skvrna.

Bornylacetat R

endo-2-Bornylacetat

Bezbarvé krystaly nebo bezbarvá kapalina. Je velmi těžce rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v lihu 96% a v etheru.

TT: asi 28 °C.

Chromatografie. Provede se tenkovrstvá chromatografie (2.2.27). Na vrstvu silikagelu G R se nanese 10 μl roztoku (2 g/l) v toluenu R a vyvíjí se chloroformem R po dráze 10 cm. Vrstva se usuší na vzduchu, postříká se anisaldehydem RS (10 ml pro desku 200 mm × 200 mm) a zahřívá se 10 min při 100 °C až 105 °C. Na chromatogramu je pouze jedna hlavní skvrna.

Brom R

Hnědočervená dýmající kapalina, je těžce rozpustná ve vodě, dobře rozpustná v lihu 96% a v etheru.

: asi 3,1.

Brom RS

30 g bromu R a 30 g bromidu draselného R se rozpustí ve vodě R a zředí se jí na 100 ml.

Bromeliny R

CAS 37189-34-7

Koncentrát proteolytických enzymů získaný z Ananas comosus Merr.

Nevýrazně žlutý prášek.

Účinnost. 1 g látky uvolní v průběhu 20 min asi 1,2 g dusíku aminoskupiny z roztoku želatiny R při 45 °C a pH 4,5.

Bromeliny RS

Roztok bromelinů R (10 g/l) ve směsi objemových dílů tlumivého roztoku fosforečnanového o pH 5,5 a roztoku chloridu sodného R (9 g/l) (1 + 9).

Bromičnan draselný R

Bílý zrnitý prášek nebo krystaly. Je dobře rozpustný ve vodě, těžce rozpustný v lihu 96%.

Bromid draselný R

Viz článek Kalii bromidum.

Při použití pro infračervenou absorpční spektrofotometru (2.2.24) vyhovuje následujícímu požadavku:

2 mm silný výlisek látky předem sušené 1 h při 250 °C má téměř rovnou základní linii v oblasti při 4000 cm^-1 až 620 cm^-1. Nevykazuje žádné maximum absorpce vyšší než 0,02 nad touto linií s výjimkou maxim při 3440 cm^-1 a 1630 cm^-1 (voda).

Bromid jodný R

Modročerné nebo hnědočerné krystaly. Je snadno rozpustný ve vodě, v lihu 96%, v etheru a v kyselině octové ledové.

TV: asi 116 °C.

TT: asi 40 °C.

Uchovává se v chladu, chráněn před světlem.

Bromid jodný RS

20 g bromidu jodného R se rozpustí v kyselině octové ledové R a zředí se jí na 1000 ml.

Uchovává se chráněn před světlem.

Bromid rtuťnatý R

Bílé nebo slabě žluté krystaly nebo krystalický prášek. Je těžce rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v lihu 96%.

Bromkyan RS

CAS 506-68-3

K bromové vodě R se přidává po kapkách za chlazení roztok thiokyanatanu amonného 0,1 mol/l RS, dokud nezmizí žlutá barva. Připravuje se v čas potřeby.

Bromnan sodný RS

Za chlazení v ledové lázni se smíchá 20 ml hydroxidu sodného koncentrovaného RS a 500 ml vody R, přidá se 5 ml bromu RS a pomalu se míchá do rozpuštění.

Připravuje se v čas potřeby.

Bromofos R

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v trimethylpentanu).

Bromofos-ethyl R

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v trimethylpentanu).

Bromová voda R

3 ml bromu R se třepou se 100 ml vody R do nasycení.

Uchovává se nad přebytkem bromu R chráněna před světlem.

Bromová voda R1

0,5 ml bromu R se třepe se 100 ml vody R.

Uchovává se chráněna před světlem a je použitelná nejdéle 1 týden.

5-Brom-2'-deoxyuridin R

5-Brom-1-(2-deoxy-β-D-erythro-pentofuranosyl)-1H,3H-pyrimidin-2,4-dion

TT: asi 194 °C.

Chromatografie. Zkouší se za podmínek předepsaných v článku Idoxuridinum; nanáší se 5 μl roztoku 0,25 g/l. Získaný chromatogram vykazuje jenom jednu hlavní skvrnu.

Brucin R

10,11-Dimethoxystrychnin dihydrát

Bezbarvé krystaly těžce rozpustné ve vodě, snadno rozpustné v lihu 96% a v etheru.

TT: asi 178 °C.

1-Butanol R

n-Butanol

Čirá bezbarvá kapalina mísítelná s lihem 96%.

: asi 0,81.

TV: 116 °C až 119 °C.

2-Butanol R1

Sek.butylalkohol

Obsahuje nejméně 99,0 % C₄H₁₀O.

Čirá bezbarvá kapalina, dobře rozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96% a s etherem.

: asi 0,81.

Destilační rozmezí (2.2.11). Nejméně 95 % předestiluje při 99 °C až 100 °C.

Stanovení obsahu. Stanoví se plynovou chromatografií za podmínek popsaných v článku Alcohol isopropylicus.

2-Butanon R

Ethylmethylketon

Čirá bezbarvá hořlavá kapalina, velmi snadno rozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96 % a s etherem.

: asi 0,81.

TV: 79 °C až 80 °C.

Butansulfonan sodný R

Bílý krystalický prášek, dobře rozpustný ve vodě.

TT: vyšší než 300 °C.

Butylacetat R

Čirá bezbarvá hořlavá kapalina, těžce rozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96% a s etherem.

: asi 0,88.

: asi 1,395.

Destilační rozmezí (2.2.11). Nejméně 95 % předestiluje při 123 °C až 126 °C.

Butylacetat R1

Čirá bezbarvá hořlavá kapalina, těžce rozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96% a s etherem.

: asi 0,883.

: asi 1,395.

1-Butanol. Nejvýše 0,2 %, stanoví se plynovou chromatografií.

N-butylformiat. Nejvýše 0,1 %, stanoví se plynovou chromatografií.

N-butylpropionat. Nejvýše 0,1 %, stanoví se plynovou chromatografií.

Voda. Nejvýše 0,1 %.

Stanovení obsahu. Nejméně 99,5 % C₆H₁₂O₂, stanoví se plynovou chromatografií.

Butylamin R

1-Aminobutan

Bezbarvá kapalina mísitelná s vodou, s lihem 96% a s etherem.

: asi 1,401.

TV: asi 78 °C.

Předestilovaný se používá nejvýše 1 měsíc.

Butylparaben R

Viz článek Butylparabenum.

Butyrolakton R

Dihydro-2(3H)-furanon, γ-butyrolakton

Olejovitá kapalina, mísitelná s vodou, dobře rozpustná v methanolu a etheru.

: asi 1,435.

TV: asi 204 °C.

Butylhydroxytoluen R

Viz článek Butylhydroxytoluenum.

Cefaëlindihydrochlorid R

7',10,1 1-Trimethoxy-6'-emetanol-dihydrochlorid heptahydrát

Bílý až nažloutlý krystalický prášek, snadno rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v acetonu a v lihu 96%.

: asi +25°; měří se roztok 20 g/l.

Celiprololiumchlorid nečistota B R

N'-[3-Acetyl-4-(3-terc.butylamino-2-hydroxypropoxy)fenyl]-N-terc.butylmočovina

Obsahuje 99,86 % C₂₀H₃₃N₃O₄.

Bílý krystalický prášek.

Celulosa pro chromatografii R

CAS 9004-34-6

Jemný bílý homogenní prášek o průměrné velikosti částic menší než 30 μm.

Příprava tenké vrstvy: 15 g se suspenduje ve 100 ml vody R, homogenizuje se 60 s v elektrickém mixéru a pečlivě a čistě se nanese vrstva o síle 0,1 mm na desky za použití nanášecího zařízení. Suší se na vzduchu.

Celulosa pro chromatografii R1

Mikrokrystalická celulosa. Jemný bílý homogenní prášek o průměrné velikosti částic menší než 30 μm.

Příprava tenké vrstvy: 25 g se suspenduje v 90 ml vody R, homogenizuje se 60 s v elektrickém mixéru a pečlivě a čistě se nanese vrstva o síle 0,1 mm na desky za použití nanášecího zařízení. Suší se na vzduchu.

Celulosa pro chromatografii F₂₅₄ R

Mikrokrystalická celulosa F₂₅₄. Jemný bílý homogenní prášek o průměrné velikosti částic menší než 30 μm s fluorescenčním indikátorem pro detekce při 254 nm.

Příprava tenké vrstvy: 25 g se suspenduje ve 100 ml vody R, homogenizuje se 60 s v elektrickém mixéru a pečlivě a čistě se nanese vrstva o síle 0,1 mm na desky za použití nanášecího zařízení. Suší se na vzduchu.

Cetrimid R

Viz článek Cetrimidum.

Cetrimoniumbromid R

Hexadecyltrimethylamoniumbromid

Bílý krystalický prášek, dobře rozpustný ve vodě, snadno rozpustný v lihu 96%.

TT: asi 240 °C.

Cetylstearylalkohol R

Viz článek Alcohol cetylicus et stearylicus.

Cetylstearylsíran sodný R

Viz článek Natrii cetylo- et stearylosulfas.

Cineol R

Eukalyptol; 1,8-epoxy-ρ-menthan

Bezbarvá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, mísitelná s ethanolem a s etherem.

: 0,922 až 0,927.

: 1,456 až 1,459.

Teplota tuhnutí (2.2.18): 0 °C až 1 °C.

Destilační rozmezí (2.2.11): 174 °C až 177 °C.

Fenol. 1 g se třepe s 20 ml vody R. Po oddělení vrstev se k 10 ml vodné vrstvy přidá 0,1 ml chloridu železitého RS1; nevznikne žádné fialové zbarvení.

Terpentýnový olej. 1 g se rozpustí v 5 ml roztoku lihu R 90% (V/V) a po kapkách se přidá čerstvě připravená bromová voda R. Po přidání nejvýše 0,5 ml vznikne žluté zbarvení trvající 30 min.

Zbytek po odpaření. Nejvýše 0,05 %. K 10,0 ml se přidá 25 ml vody R, odpaří se na vodní lázni a zbytek se vysuší do konstantní hmotnosti při 100 °C až 105 °C.

Při použití v plynové chromatografii vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

Stanovení obsahu. Provede se plynová chromatografie (2.2.28) za podmínek uvedených v článku Menthae piperitae etheroleum za použití zkoušené látky jako zkoušeného roztoku. Plocha hlavního píku je nejméně 98,0 % z celkové plochy píků.

Cinchonidin R

(8S,9R)-9-Cinchonanol

Bílý krystalický prášek, velmi těžce rozpustný ve vodě a v etheru petrolejovém, dobře rozpustný v lihu 96%, těžce rozpustný v etheru.

: -105° až -110° měří se roztok (50,0 g/l) v lihu 96% R.

TT: asi 208 °C, za rozkladu.

Uchovává se chráněn před světlem.

Cinchonin R

(8R,9S)-9-Cinchonanol

Bílý krystalický prášek, velmi těžce rozpustný ve vodě, mírně rozpustný v lihu 96% a v methanolu, těžce rozpustný v etheru.

: +225° až +230°; měří se roztok (50 g/l) v lihu 96% R.

TT: asi 263 °C.

Uchovává se chráněn před světlem.

Cinnamaldehyd R

3-Fenyl-2-propenal, skořicový aldehyd

Nažloutlá až zelenavě žlutá olejovitá kapalina, těžce rozpustná ve vodě, velmi snadno rozpustná v lihu 96% a v etheru.

: 1,048 až 1,051.

: asi 1,620.

Uchovává se v chladu, chráněn před světlem.

trans-Cinnamaldehyd R

(E)-3-Fenylprop-2-enal

Při použití pro plynovou chromatografii vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

Stanovení obsahu. Provede se plynová chromatografie (2.2.28) za podmínek uvedených v článku Cinnamomi etheroleum. Obsahuje nejméně 99,0 %, počítáno metodou normalizace.

Cinnamylacetat R

3-Fenylprop-2-en-1-ylacetat

: asi 1,542.

TV: asi 262 °C.

Při použití pro plynovou chromatografii vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

Stanovení obsahu. Provede se plynová chromatografie (2.2.28) za podmínek uvedených v článku Cinnamomi etheroleum. Obsahuje nejméně 99,0 %, počítáno metodou normalizace.

Cín R

Stříbrobílá zrna rozpustná v kyselině chlorovodíkové za vývoje vodíku.

Arsen (2.4.2). 0,1 g vyhovuje limitní zkoušce A na arsen (10 μg/g).

Citral R

Směs (2E)- a (2Z)-3,7-Dimethyl-2,6-oktadienalu

Světle žlutá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, mísitelná s lihem 96%, etherem a glycerolem.

Chromatografie. Provede se tenkovrstvá chromatografie (2.2.27) za použití vrstvy silikagelu GF₂₅₄ R. Na vrstvu se nanese 10 μl roztoku (1 g/l) v toluenu R. Chromatogram se vyvíjí směsí objemových dílů ethylacetatu R a toluenu R (15 + 85) po dráze 15 cm. Vrstva se nechá vysušit na vzduchu a pozoruje se v ultrafialovém světle při 254 nm. Na chromatogramu je jen jedna hlavní skvrna.

Citronan draselný R

Viz článek Kalii citras.

Citronan měďnatý RS

25 g síranu měďnatého R, 50 g kyseliny citronové R a 144 g uhličitanu sodného bezvodého R se rozpustí ve vodě R a zředí se jí na 1000 ml.

Citronan měďnatý RS1

25 g síranu měďnatého R, 50 g kyseliny citronové R a 144 g uhličitanu sodného bezvodého R se rozpustí ve vodě R a zředí se vodou R na 1000 ml. Roztok se upraví tak, aby vyhověl následujícím požadavkům:

a) Ke 25,0 ml se přidají 3 g jodidu draselného R a potom se opatrně, v malých dávkách, přidá 25 ml roztoku kyseliny sírové R (25%). Titruje se thiosíranem sodným 0,1 mol/l VS za použití 0,5 ml škrobu RS jako indikátoru před koncem titrace. Při této titraci se spotřebuje 24,5 ml až 25,5 ml thiosíranu sodného 0,1 mol/l VS.

b) 10,0 ml se zředí vodou R na 100,0 ml a promíchá se. K 10,0 ml tohoto roztoku se přidá 25,0 ml kyseliny chlorovodíkové 0,1 mol/l VS a zahřívá se 1 h na vodní lázni. Ochladí se, doplní se na původní objem vodou R a titruje se hydroxidem sodným 0,1 mol/l VS za použití 0,1 ml fenolftaleinu RS1 jako indikátoru. Při této titraci se spotřebuje 5,7 ml až 6,3 ml hydroxidu sodného 0,1 mol/l VS.

c) 10,0 ml se zředí vodou R na 100,0 ml a promíchá se. 10,0 ml tohoto roztoku se titruje kyselinou chlorovodíkovou 0,1 mol/l VS za použití 0,1 ml fenolftaleinu RS1 jako indikátoru. Při této titraci se spotřebuje 6,0 ml až 7,5 ml kyseliny chlorovodíkové 0,1 mol/l VS.

Citronan sodný R

Viz článek Natrii citras dihydricus.

Citronellal R

(±)-3,7-Dimethyl-6-oktenal

Velmi těžce rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v alkoholech.

: 0,848 až 0,856.

: asi 1,446.

: asi +11,50°.

Citropten R

Limettin; 5,7-dimethoxykumarin

Jehličkovité krystaly, prakticky nerozpustné ve vodě, etheru a etheru petrolejovém, snadno rozpustné v acetonu a v lihu 96%.

TT: asi 145 °C.

Chromatografie. Provede se tenkovrstvá chromatografie (2.2.27). Na vrstvu silikagelu GF₂₅₄ R se nanese 10 μl roztoku (1 g/l) v toluenu R a vyvíjí se směsí objemových dílů ethylacetatu R a toluenu R (15 + 85) po dráze 15 cm. Vrstva se nechá usušit na vzduchu a pozoruje se v ultrafialovém světle při 254 nm. Na chromatogramu je jen jedna hlavní skvrna.

Cyhalothrin R

TV: 187 °C až 190 °C.

TT: asi 49 °C.

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

Cyklohexan R

Čirá bezbarvá hořlavá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, mísitelná s organickými rozpouštědly.

: asi 0,78.

TV: asi 80,5 °C.

Při použití ve spektrofotometru vyhovuje následujícím dodatečným požadavkům:

Transmitance (2.2.25):

nejméně 45 % při 220 nm,

nejméně 70 % při 235 nm,

nejméně 90 % při 240 nm,

nejméně 98 % při 250 nm;

měří se proti vodě R jako kontrolní kapalině.

Cyklohexan R1

Vyhovuje požadavkům předepsaným pro cyklohexan R a následujícímu požadavku:

Fluorescence měřená při 460 nm za budicího záření při 365 nm není intenzivnější než fluorescence roztoku obsahujícího chinin R (0,002 μg/ml) v kyselině sírové 0,05 mol/l RS.

Cyklohexylamin R

Bezbarvá kapalina, dobře rozpustná ve vodě, mísitelná s běžnými organickými rozpouštědly.

: asi 1,460.

TV: 134 °C až 135 °C.

p-Cymen R

1-Isopropyl-4-methylbenzen

Bezbarvá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, dobře rozpustná v lihu 96% a v etheru.

: 0,858.

: asi 1,4895.

TV: 175 °C až 178 °C.

Při použití pro plynovou chromatografii vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

Stanovení obsahu. Provede se plynová chromatografie (2.2.28) za podmínek uvedených v článku Menthae piperitae etheroleum.

Zkoušený roztok. Zkoušená látka.

Plocha hlavního píku je nejméně 96,0 % plochy všech získaných píků na chromatogramu.

Cypermethrin R

TV: 170 °C až 195 °C.

TT: 60 °C až 80 °C.

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

L-Cystein R

Prášek, snadno rozpustný ve vodě, v lihu 96% a v kyselině octové, prakticky nerozpustný v acetonu.

Cysteiniumchlorid R

Viz článek Cysteini hydrochloridum.

L-Cystin R

Bílý krystalický prášek, prakticky nerozpustný ve vodě a v lihu 96%. Rozpouští se ve zředěných roztocích alkalických hydroxidů. Rozkládá se při 250 °C.

: -218° až -224°; měří se v kyselině chlorovodíkové 1 mol/l RS.

Čerň amido 10B R

Colour Index 20470, Schultz 299

Disodná sůl kyseliny 4-amino-5-hydroxy-3-(4-nitrofenylazo)-6-fenylazo-2,7-naftalendisulfonové

Tmavě hnědý až černý prášek, mírně rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v lihu 96%.

Čerň amido 10B RS

Roztok černě amido 10B R (5 g/l) ve směsi objemových dílů kyseliny octové R a methanolu R (10 + 90).

Čerň brilantní BN R

Colour Index 28 440, Čerň BN, Nigrum BN

Tetrasodná sůl kyseliny 2-[4-(4-sulfofenylazo)-7-sulfo-1-naftylazo]-1-hydroxy-7-acetamidonaftalen-3,5-disulfonové

Čerň eriochromová T R

Colour Index 14645, Schultz 241

Sodná sůl kyseliny 1-(1-hydroxy-2-naftylazo)-6-nitro-2-naftol-4-sulfonové

Hnědočerný prášek, dobře rozpustný ve vodě a v lihu 96%.

Uchovává se ve vzduchotěsných obalech, chráněna před světlem.

Čerň eriochromová T s chloridem sodným R

Smíchá se 1 g černě eriochromová T R s 99 g chloridu sodného R.

Zkouška citlivosti. 50 mg se rozpustí ve 100 ml vody R. Roztok je hnědofialový. Po přidání 0,3 ml amoniaku zředěného RS1 roztok zmodrá. Po následujícím přidání 0,1 ml roztoku síranu hořečnatého R (10,0 g/l) roztok zfialoví.

Uchovává se ve vzduchotěsných obalech, chráněna před světlem.

Červeň bromkresolová R

3,3'-Dibrom-ο-kresolsulfonftalein;4,4'-(3H-2,1-benzoxathiol-3-yliden)bis(2-brom-6-methylfenol)-S,S-dioxid

Narůžovělý prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, dobře rozpustný v lihu 96% a zředěných roztocích alkalických hydroxidů.

Červeň bromkresolová RS

50 mg červeně bromkresolová R se rozpustí ve směsi 0,92 ml hydroxidu sodného 0,1 mol/l RS a 20 ml lihu 96% R a zředí se vodou R na 100 ml.

Zkouška citlivosti. K 0,2 ml zkoušeného roztoku se přidá 100 ml vody prosté oxidu uhličitého R a 0,05 ml hydroxidu sodného 0,02 mol/l VS; roztok je modrofialový. Ke změně zbarvení na žluté se spotřebuje nejvýše 0,2 ml kyseliny chlorovodíkové 0,02 mol/l VS.

Barevný přechod. pH 5,2 (žlutá) až 6,8 (modrofialová).

Červeň fenolová R

Viz článek Phenolsulfonphthaleinum.

Červeň fenolová RS

0,1 g červeně fenolové R se rozpustí ve směsi 2,82 ml hydroxidu sodného 0,1 mol/l RS a 20 ml lihu 96% R a zředí se vodou R na 100 ml.

Zkouška citlivosti. K 0,1 ml zkoušeného roztoku se přidá 100 ml vody prosté oxidu uhličitého R. Roztok je žlutý a přidáním nejvýše 0,1 ml hydroxidu sodného 0,02 mol/l VS vznikne červenofialové zbarvení.

Barevný přechod: pH 6,8 (žlutá) až pH 8,4 (červenofialová).

Červeň fenolová RS2

Roztok I. 33 mg červeně fenolové R se rozpustí v 1,5 ml hydroxidu sodného zředěného RS a zředí se vodou R na 100 ml.

Roztok II. 25 mg síranu amonného R se rozpustí v 235 ml vody R, přidá se 105 ml hydroxidu sodného zředěného RS a 135 ml kyseliny octové zředěné RS.

25 ml roztoku I se přidá k roztoku II. V případě potřeby se upraví pH na hodnotu 4,7.

Červeň fenolová RS3

Roztok I. 33 mg červeně fenolové R se rozpustí v 1,5 ml hydroxidu sodného zředěného RS a zředí se vodou R na 50 ml.

Roztok II. 50 mg síranu amonného R se rozpustí v 235 ml vody R; přidá se 105 ml hydroxidu sodného zředěného RS a 135 ml kyseliny octové zředěné RS.

25 ml roztoku I se přidá k roztoku II. V případě potřeby se upraví pH směsi na hodnotu 4,7.

Červeň chinaldinová R

2-{2-[4-(Dimethylamino)fenyl]vinylen}-1-ethylchinoliniumjodid

Tmavě modročerný prášek, mírně rozpustný ve vodě, snadno rozpustný v lihu 96%.

Červeň chinaldinová RS

0,1 g červeně chinaldinové R se rozpustí v methanolu R a zředí se jím na 100,0 ml.

Barevný přechod. pH 1,4 (bezbarvá) do pH 3,2 (červená).

Červeň Kongo R

Colour Index 22120, Schultz 360

Disodná sůl 3,3'-{[1,1'-bifenyl]-4,4'-diylbis(azo)}bis(4-amino-1-naftalensulfonové kyseliny)

Červenohnědý prášek, dobře rozpustný ve vodě.

Červeň Kongo RS

0,1 g červeně Kongo R se rozpustí ve směsi 20 ml lihu 96% R a vody R a zředí se vodou R na 100 ml.

Zkouška citlivosti. K 0,2 ml zkoušeného roztoku se přidá 100 ml vody prosté oxidu uhličitého R a 0,3 ml kyseliny chlorovodíkové 0,1 mol/l VS. Roztok je modrý a přidáním nejvýše 0,3 ml hydroxidu sodného 0,1 mol/l VS vznikne růžové zbarvení.

Barevný přechod: pH 3,0 (modrá) až pH 5,0 (růžová).

Červeň Kongo-fibrin R

Promytý fibrin rozřezaný na malé kousky se vloží do roztoku červeně Kongo R (20 g/l) v roztoku lihu R 90% (V/V) a nechá se stát přes noc. Filtruje se, fibrin se promyje vodou R a uchovává se v etheru R.

Červeň kresolová R

o-Kresolsulfonftalein; 4,4'-(3H-2,1-benzoxathiol-3-yliden)bis(2-methylfenol)-S,S-dioxid

Červenohnědý krystalický prášek, těžce rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v lihu 96% a ve zředěných roztocích alkalických hydroxidů.

Červeň kresolová RS

0,1 g červeně kresolové R se rozpustí ve směsi 2,65 ml hydroxidu sodného 0,1 mol/l RS a 20 ml lihu 96% R a zředí se vodou R na 100 ml.

Zkouška citlivosti. K 0,1 ml zkoušeného roztoku se přidá 100 ml vody prosté oxidu uhličitého R a 0,15 ml hydroxidu sodného 0,02 mol/l VS. Zbarvení roztoku je purpurově červené a přidáním nejvýše 0,15 ml kyseliny chlorovodíkové 0,02 mol/l VS se změní na žluté.

Barevný přechod. pH 7,0 (žlutá) až pH 8,6 (červená).

Červeň methylová R

Colour Index 13020, Schultz 250

Methylčerveň, kyselina 4'-dimethylaminoazobenzen-2-karboxylová

Tmavočervený prášek nebo fialové krystaly. Je prakticky nerozpustná ve vodě, dobře rozpustná v lihu 96%.

Červeň methylová RS

50 mg červeně methylové R se rozpustí ve směsi 1,86 ml hydroxidu sodného 0,1 mol/l RS a 50 ml lihu 96% R a zředí se vodou R na 100 ml.

Zkouška citlivosti. Směs 0,1 ml zkoušeného roztoku a 100 ml vody prosté oxidu uhličitého R a 0,05 ml kyseliny chlorovodíkové 0,02 mol/l VS se zbarví červeně a přidáním nejvýše 0,1 ml hydroxidu sodného 0,02 mol/l VS zežloutne.

Barevný přechod. pH 4,4 (červená) až pH 6,0 (žlutá).

Červeň methylová směsný indikátor RS

0,1 g červeně methylové R a 50 mg modře methylenové R se rozpustí v lihu 96% R a zředí se jím na 100 ml.

Barevný přechod. pH 5,2 (červenofialová) až 5,6 (zelená).

Červeň pravá B R

Colour Index 37125, Schultz 155

2-Methoxy-4-nitrobenzendiazoniová sůl kyseliny 1,5-naftalendisulfonové

Oranžovožlutý prášek, dobře rozpustný ve vodě a těžce rozpustný v lihu 96%.

Uchovává se ve vzduchotěsných obalech, chráněna před světlem, při teplotě 2 °C až 8 °C.

Červeň rutheniová R

Hnědočervený prášek, dobře rozpustný ve vodě.

Červeň rutheniová RS

80 mg červeně rutheniové R se rozpustí ve 100 ml octanu olovnatého RS.

Červeň sudanová G R

Colour Index 12150, Schultz 149

2-Hydroxy-1-[(2-methoxyfenyl)azo]naftalen

Červenohnědý prášek, prakticky nerozpustný ve vodě.

Chromatografie (2.2.27). Provede se tenkovrstvá chromatografie za použití vrstvy silikagelu G R. Nanáší se 10 μl roztoku (0,1 g/l) v dichlormethanu R a vyvíjí se po dráze 10 cm stejným rozpouštědlem. Chromatogram vykazuje jen jednu hlavní skvrnu.

Danthron R

1,8-Dihydroxyanthrachinon

Oranžový krystalický prášek. Je prakticky nerozpustný ve vodě a v lihu 96%. Rozpouští se ve zředěných roztocích alkalických hydroxidů. Rozkládá se při 250 °C.

TT: asi 195 °C.

Při použití pro stanovení obsahu seskviterpenových kyselin v článku Valerianae radix vyhovuje následujícím dodatečným požadavkům:

: 355 až 378, měří se při 500 nm v hydroxidu draselném 1 mol/l RS.

Stanovení obsahu. Provede se kapalinová chromatografie (2.2.29) za podmínek uvedených v článku Valerianae radix o koncentraci porovnávacího roztoku. Obsahuje nejméně 95 % danthronu, počítáno metodou normalizace.

o,p'-DDD R

1-(2-Chlorfenyl)-1-(4-chlorfenyl)-2,2-dichlorethan

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

p,p'-DDD R

1,1-Bis(4-chlorfenyl)-2,2-dichlorethan

TV: asi 193 °C.

TT: asi 109 °C

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

o,p'-DDE R

1-(2-Chlorfenyl)-1-(4-chlorfenyl)-2,2-dichlorethylen

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

p,p'-DDE R

1,1-Bis(4-chlorfenyl)-2,2-dichlorethylen

TV: 316 °C až 317 °C.

TT: 88 °C až 89 °C.

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

o,p'-DDT R

1-(2-Chlorfenyl)-1-(4-chlorfenyl)-2,2,2-trichlorethan

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

p,p'-DDT R

1,1-Bis(4-chlorfenyl)-2,2,2-trichlorethan

TV: asi 260 °C.

TT: 108 °C až 109 °C.

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

Dekan R

Bezbarvá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě.

: asi 1,411.

TV: asi 174 °C.

Dekanol R

n-Decylalkohol

Viskózní kapalina, tuhnoucí při asi 6 °C, prakticky nerozpustná ve vodě, dobře rozpustná v lihu 96% a etheru.

: asi 1,436.

TV: asi 230 °C.

Dekansulfonan sodný R

Krystalický prášek nebo bílé či téměř bílé šupinky. Je snadno rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v methanolu.

Deltamethrin R

TV: asi 300 °C.

TT: asi 98 °C.

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/µl v cyklohexanu).

2'-Deoxyuridin R

1-(2-Deoxy-β-D-erythro-pentofuranosyl)-1H,3H-pyrimidin-2,4-dion

TT: asi 165 °C.

Chromatografie. Provede se tenkovrstvá chromatografie za podmínek uvedených v článku Idoxuridinum. Nanáší se 5 μl roztoku (0,25 g/l). Získaný chromatogram vykazuje jen jednu hlavní skvrnu.

Deska s vrstvou silikagelu pro TLC R

Skleněná, kovová nebo plastová podložka, která je potažená vrstvou silikagelu vhodné tloušťky a velikosti částic [obvykle 2 μm až 10 μm pro desky používané pro vysoce účinnou tenkovrstvou chromatografii (HPTLC) a 5 μm až 40 μm pro desky používané při normální tenkovrstvé chromatografii (TLC)]. V případě potřeby je velikost částic uvedena za názvem zkoumadla použitého ve Zkoušce na čistotu, kde se použije.

Vrstva může obsahovat organické pojivo.

Chromatografické dělení. Na vrstvu se nanese přiměřený objem (10 μl v tenkovrstvé chromatografii a 1 μl až 2 μl ve vysoce účinné tenkovrstvé chromatografii) roztoku pro test způsobilosti TLC RS. Vyvíjí se směsí objemových dílů methanolu R a toluenu R (20 + 80) po dráze dlouhé 2/3 výšky desky. Deska vyhovuje, jestliže na chromatogramu jsou viditelné čtyři zřetelně oddělené skvrny: skvrna zeleně bromkresolové s hodnotou R_F menší než 0,15; skvrna oranže methylové s hodnotou R_F v rozmezí 0,1 až 0,25; skvrna červeně methylové s hodnotou R_F v rozmezí 0,35 až 0,55 a skvrna červeně sudanové G s hodnotou R_F v rozmezí 0,75 až 0,98.

Deska s vrstvou silikagelu F₂₅₄ pro TLC R

Vyhovuje požadavkům, které jsou uvedeny v odstavci Deska s vrstvou silikagelu pro TLC R s následující modifikací:

Obsahuje fluorescenční indikátor pro detekci při 254 nm.

Zhášení fluorescence. Odděleně se nanese na vrstvu pět bodů zvětšujících se objemů (1 μl až 10 μl pro normální TLC desky a 0,2 µl až 2 μl pro desky HPTLC) roztoku kyseliny benzoové R (1 g/l) ve směsi objemových dílů ethanolu R a cyklohexanu R (15 + 85). Vyvíjí se po dráze dlouhé přes polovinu výšky desky stejnou směsí rozpouštědel. Po odpaření rozpouštědel se pozoruje v ultrafialovém světle při 254 nm. Na deskách pro normální TLC jsou tmavé skvrny kyseliny benzoové na fluoreskujícím pozadí přibližně ve středu chromatogramu pro množství 2 μg a větší. Na deskách pro HPTLC jsou tmavé skvrny kyseliny benzoové na fluoreskujícím pozadí přibližně ve středu chromatogramu pro množství 0,2 μg a větší.

Deska s vrstvou silikagelu GF₂₅₄ pro TLC R

Vyhovuje požadavkům, které jsou uvedeny v odstavci Deska s vrstvou silikagelu pro TLC R s následující modifikací:

Obsahuje hemihydrát síranu vápenatého jako pojivo a fluorescenční indikátor pro detekci při 254 nm.

Zhášení fluorescence. Vyhovuje zkoušce předepsané pro desku s vrstvou silikagelu F₂₅₄ pro TLC R.

Deska s vrstvou silikagelu G pro TLC R

Vyhovuje požadavkům, které jsou uvedeny v odstavci Deska s vrstvou silikagelu pro TLC R s následující modifikací:

Obsahuje hemihydrát síranu vápenatého jako pojivo.

Deska s vrstvou silikagelu silanizovaného pro TLC R

Skleněná, kovová nebo plastová podložka, která je potažená vrstvou silanizovaného silikagelu vhodné tloušťky a velikosti částic [obvykle 2 μm až 10 μm pro desky používané pro vysoce účinnou tenkovrstvou chromatografii (HPTLC) a 5 μm až 40 μm pro desky používané při normální tenkovrstvé chromatografii (TLC)]. V případě potřeby je velikost částic uvedena za názvem zkoumadla použitého ve Zkoušce na čistotu, kde se použije.

Vrstva může obsahovat organické pojivo.

Chromatografické dělení. Do 250ml kuželové baňky se převede po 0,1 g methyllauratu R, methylmyristatu R, methylpalmitatu R a methylstearatu R. Přidá se 40 ml hydroxidu draselného v lihu RS a zahřívá se 1 h pod zpětným chladičem na vodní lázni. Ochladí se, roztok se převede do dělicí nálevky pomocí 100 ml vody R, okyselí se kyselinou chlorovodíkovou zředěnou RS (pH 2 až 3) a třikrát se vytřepe pokaždé s 10 ml dichlormethanu R. Spojené dichlormethanové extrakty se vysuší nad síranem sodným hezvodým R, zfiltrují se a odpaří se do sucha na vodní lázni. Zbytek se rozpustí v 50 ml dichlormethanu R. Provede se tenkovrstvá chromatografie (2.2.27) za použití desky s vrstvou silikagelu silanizovaného pro TLC R. Nanese se vhodné množství (asi 10 µl pro normální TLC desky a asi 1 μl až 2 μl pro HPTLC desky) dichlormethanového roztoku na každý ze tří oddělených bodů. Vyvíjí se směsí objemových dílů kyseliny octové ledové R, vody R a dioxanu R (10 + 25 + 65) po dráze dlouhé 2/3 výšky desky. Deska se suší 30 min při 120 °C, deska se nechá vychladnout, vrstva se postříká roztokem kyseliny fosfomolybdenové R (35 g/l) v 2-propanolu R a zahřívá se při 150 °C do objevení skvrn. Potom se vystaví působení par amoniaku do vybělení pozadí. Na chromatogramu jsou čtyři zřetelně oddělené a dobře vymezené skvrny.

Deska s vrstvou silikagelu F₂₅₄ silanizovaného pro TLC R

Vyhovuje požadavkům, které jsou uvedeny v odstavci Deska s vrstvou silikagelu silanizovaného pro TLC R s následující modifikací:

Obsahuje fluorescenční indikátor pro detekci při 254 nm.

Deuteriumoxid R

Těžká voda

Stupeň deuterizace je nejméně 99,7 %.

: asi 1,11.

: asi 1,328.

TV: asi 101 °C.

Deuterizovaná kyselina octová R

Kyselina tetradeuterooctová; kyselina-d octová-d₃

Stupeň deuterizace je nejméně 99,7 %.

: asi 1,12.

: asi 1,368.

TV: asi 115 °C.

TT: asi 16 °C.

Deuterizovaný aceton R

(²H₆)-Aceton; aceton-d₆

Stupeň deuterizace je nejméně 99,5 %.

Čirá bezbarvá kapalina, mísitelná s vodou, s dimethylformamidem, s ethanolem, s etherem a s methanolem.

: asi 0,87.

: asi 1,357.

TV: asi 55 °C.

Voda a deuteriumoxid. Nejvýše 0,1 %.

Deuterizovaný dimethylsulfoxid R

(²H₆)-Dimethylsulfoxid; dimethylsulfoxid-d₆

Stupeň deuterizace je nejméně 99,8 %.

Velmi hygroskopická, viskózní, prakticky bezbarvá kapalina, dobře rozpustná ve vodě, v acetonu, v ethanolu a v etheru.

: asi 1,18.

TT: asi 20 °C.

Voda a deuteriumoxid: Nejvýše 0,1 %.

Uchovává se ve vzduchotěsných obalech.

Deuterizovaný chloroform R

(²H)-Chloroform; chloroform-d

Stupeň deuterizace je nejméně 99,7 %.

Čirá bezbarvá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, mísitelná s acetonem, s lihem 96% a s etherem. Látka může být stabilizována pomocí stříbrné fólie.

: asi 1,51.

: asi 1,445.

TV: asi 60 °C.

Voda a deuteriumoxid. Nejvýše 0,05 %.

Deuterizovaný methanol R

(²H)-Methanol; methanol-d; tetradeuteromethanol

Stupeň deuterizace je nejméně 99,8 %.

Čirá bezbarvá kapalina, mísitelná s vodou, lihem 96% a dichlormethanem.

: asi 0,888.

: asi 1,326.

TV: 65,4 °C.

Dextran síťovaný pro chromatografii R2

Síťovaný dextran ve formě kuliček vhodný k dělení peptidů a bílkovin o relativní molekulové hmotnosti 15 • 10² až 30 • 10³. Vysušená forma má průměr kuliček 20 μm až 80 μm.

Dextran síťovaný pro chromatografii R3

Síťovaný dextran ve formě kuliček vhodný pro dělení peptidů a bílkovin s relativní molekulovou hmotností 4 • 10³ až 15 • 10⁴. Vysušená forma má průměr kuliček 40 μm až 120 μm.

3,3'-Diamoniumbenzidiniumtetrachlorid R

3,3',4,4'-Bifenyltetramin

Většinou bílý nebo slabě růžový prášek, dobře rozpustný ve vodě.

TT: asi 280 °C, za rozkladu.

Diazinon R

TV: asi 306 °C.

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v trimethylpentanu).

Dibutylamin R

N-Butylbutan-1-amin

Bezbarvá kapalina.

: asi 1,417.

TV: asi 159 °C.

Dibutylether R

Bezbarvá hořlavá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, mísitelná s ethanolem a s etherem.

: asi 0,77.

: asi 1,399.

Jestliže látka nevyhovuje zkoušce na peroxidy, nedestiluje se.

Peroxidy. 8 ml škrobu s jodidem draselným RS se přenese do skleněného uzavíratelného válce o objemu 12 ml a o průměru 1,5 cm. Zcela se naplní zkoušenou látkou, silně se protřepe a nechá se stát 30 min chráněn před světlem; nevznikne žádné zbarvení.

Název a koncentrace přidané stabilizační látky se uvedou v označení na obalu.

Dibutylftalat R

Dibutylbenzen-1,2-dikarboxylat

Čirá bezbarvá nebo slabě zbarvená olejovitá kapalina, velmi těžce rozpustná ve vodě, mísitelná s acetonem, s lihem 96% a s etherem.

: 1,043 až 1,048.

: 1,490 až 1,495.

Dicyklohexylamin R

N,N-Dicyklohexylamin

Bezbarvá kapalina, mírně rozpustná ve vodě, mísitelná s většinou běžných organických rozpouštědel.

: asi 1,484.

TV: asi 256 °C.

Teplota tuhnutí (2.2.18): 0 °C až 1 °C.

Dicyklohexylmočovina R

1,3-Dicyklohexylmočovina

Bílý krystalický prášek.

TT: asi 232 °C.

Dieldrin R

TV: asi 385 °C.

TT: asi 176 °C.

Může se použít vhodný certifikovaný porovnávací roztok (10 ng/μl v cyklohexanu).

Diethanolamin R

2,2'-Iminobisethanol

Čirá viskózní, slabě žlutá kapalina, nebo rozplývající se krystaly, které tají při asi 28 °C, velmi snadno rozpustná ve vodě, v acetonu a v methanolu.

Hodnota pH (2.2.3): 10,0 až 11,5; měří se roztok 50 g/l.

: asi 1,09.

Při použití pro stanovení alkalické fosfatasy vyhovuje následující dodatečné zkoušce:

Ethanolamin. Nejvýše 1,0 %. Stanoví se plynovou chromatografií (2.2.28) za použití propanolaminu R jako vnitřního standardu.

Roztok vnitřního standardu. 1,00 g propanolaminu R se rozpustí v acetonu R a zředí se jím na 10,0 ml.

Zkoušený roztok (a). 5,00 g se rozpustí v acetonu R a zředí se jím na 10,0 ml.

Zkoušený roztok (h). 5,00 g se rozpustí v acetonu R, přidá se 1,0 ml roztoku vnitřního standardu a zředí se jím na 10,0 ml.

Porovnávací roztoky. 0,50 g ethanolaminu R se rozpustí v acetonu R a zředí se jím na 10,0 ml. K 0,5 ml, 1,0 ml a 2,0 ml tohoto roztoku se přidá po 1,0 ml roztoku vnitřního standardu a zředí se acetonem R na 10,0 ml.

Chromatografický postup se obvykle provádí za použití:

- kolony délky 1 m a vnitřního průměru 4 mm naplněné difenylfenylenoxid-polymerem R (180 μm až 250 μm),

- dusíku pro chromatografií R jako nosného plynu s průtokovou rychlostí 40 ml/min,

- plamenoionizačního detektoru.

Teplota kolony se udržuje nejdříve 3 min na 125 °C, potom při nárůstu 12 °C/min na 300 °C, teplota nástřikového prostoru na 250 °C a detektoru na 280 °C.

Nastříkne se 1 μl každého zkoušeného roztoku a 1 μl každého porovnávacího roztoku.

Uchovává se ve vzduchotěsných obalech.

Diethoxytetrahydrofuran R

2,5-Diethoxytetrahydrofuran, směs cis a trans izomerů

Čirá bezbarvá nebo slabě nažloutlá kapalina, prakticky nerozpustná ve vodě, dobře rozpustná v lihu 96%, v etheru a ve většině organických rozpouštědel.

: asi 0,98.

: asi 1,418.

Diethylamin R

Čirá bezbarvá hořlavá kapalina, silně alkalická, mísitelná s vodou a s lihem 96%.

: asi 0,71.

TV: asi 55 °C.

2-Diethylaminoethylamin R

Viz odstavec N,N-Diethylethylendiamin R.

N,N-Diethylethylendiamin R

N,N-Diethylethan-1,2-diamin

Bezbarvá nebo světle žlutá olejovitá kapalina, silného amoniakálního pachu, dráždící pokožku, oči a sliznice.

: 0,827.

TV: 145 °C až 147 °C.

Obsahuje nejméně 98,0 % C₆H₁₆N₂.

Voda, semimikrostanovení (2.5.12). Nejvýše 1,0 %; stanoví se s 0,500 g zkoušené látky.

Diethylaminoethyldextran R

Aniontoměničová pryskyřice ve formě hydrochloridu. Je to prášek tvořící s vodou gel.

N,N-Diethylanilin R

: asi 0,938.

TV: asi 217 °C.

TT: asi -38 °C.

Diethyldithiokarbaminan sodný R

Bílé nebo bezbarvé krystaly, snadno rozpustné ve vodě, dobře rozpustné v lihu 96%. Vodný roztok je bezbarvý.

Diethyldithiokarbaminan stříbrný R

Světle žlutý nebo šedožlutý prášek, je prakticky nerozpustný ve vodě, dobře rozpustný v pyridinu. Látku je možno připravit následovně: 1,7 g dusičnanu stříbrného R se rozpustí ve 100 ml vody R (roztok I). 2,3 g diethyldithiokarbaminanu sodného R se rozpustí ve 100 ml vody R (roztok II). Oba roztoky se ochladí na 10 °C a za míchání se smíchají.

Vzniklá žlutá sraženina se převede na filtr ze slinutého skla, promyje se 200 ml studené vody R a 2 h až 3 h se suší ve vakuu.

Látka je použitelná, jestliže není zbarvená a nevykazuje silný pach.

Diethylenglykol R

2,2'-Oxybisethanol

Obsahuje nejméně 99,5 % C₄H₁₀O₃.

Čirá bezbarvá hygroskopická kapalina, mísitelná s vodou, acetonem a lihem 96%.

: asi 1,118.

: asi 1,447.

TV: 244 °C až 246 °C.

Uchovává se ve vzduchotěsných obalech.

Diethylfenylendiamoniumsulfat R

N,N'-Diethyl-p-fenylendiamoniumsulfat

Bílý nebo slabě žlutý prášek, dobře rozpustný ve vodě.

TT: asi 185 °C, za rozkladu.

Uchovává se chráněn před světlem.

Diethylfenylendiamoniumsulfat RS

K 250 ml vody R se přidají 2 ml kyseliny sírové R a 25 ml edetanu disodného 0,02 mol/l RS. V tomto roztoku se rozpustí 1,1 g diethylfenylendiamoniumsulfatu R a zředí se vodou R na 1000 ml.

Uchovává se chráněn před světlem a teplem a je použitelný 1 měsíc. Může se použít jen bezbarvý roztok.

Difenylamin R

Bílé krystaly, těžce rozpustné ve vodě, dobře rozpustné v lihu 96%.

TT: asi 55 °C.

Uchovává se chráněn před světlem.

Difenylamin RS

Roztok (1 g/l) v kyselině sírové R.

Uchovává se chráněn před světlem.

Difenylamin RS1

Roztok (10 g/l) v kyselině sírové R. Roztok je bezbarvý.

Difenylamin RS2

1 g difenylaminu R se rozpustí ve 100 ml kyseliny octové ledové R a přidá se 2,75 ml kyseliny sírové R. Připravuje se v čas potřeby.

Difenylanthracen R

9,10-Difenylanthracen

Nažloutlý až žlutý krystalický prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, snadno rozpustný v etheru.

TT: asi 248 °C.

Difenylbenzidin R

N,N'-Difenylbenzidin; N,N'-difenylbifenyl-4,4'-diamin

Bílý nebo světle šedý krystalický prášek, prakticky nerozpustný ve vodě, těžce rozpustný v acetonu a v lihu 96%.

TT: asi 248 °C.

Dusičnany. 8 mg se rozpustí v chlazené směsi 45 ml kyseliny sírové prosté dusičnanů R a 5 ml vody R. Roztok je bezbarvý nebo velmi slabě modrý.

Síranový popel (2.4.14). Nejvýše 0,1 %.

Uchovává se chráněn před světlem.

Difenylboryloxyethylamin R

Bílý nebo slabě nažloutlý krystalický prášek, dobře rozpustný v lihu 96%, prakticky nerozpustný ve vodě.

TT: asi 193 °C.

Difenylfenylenoxid-polymer R

Poly(2,6-difenyl-p-fenyloxid)

Bílé nebo téměř bílé porézní kuličky. Velikost kuliček je uvedena za názvem zkoumadla v příslušné zkoušce.

Difenylkarbazid R

1,5-Difenylkarbonohydrazid

Bílý krystalický prášek, který na vzduchu postupně růžoví. Je velmi těžce rozpustný ve vodě, dobře rozpustný v acetonu, v lihu 96% a v kyselině octové ledové.

TT: asi 170 °C.

Síranový popel (2.4.14). Nejvýše 0,1 %.

Uchovává se chráněn před světlem.

Difenylkarbazid RS

0,2 g difenylkarbazidu R se rozpustí v 10 ml kyseliny octové ledové R a zředí se ethanolem R na 100 ml. Připraví se v čas potřeby.